6.11.4. Эндогенные опиоиды

 

Большой интерес исследователей вызывают две группы нейропептидов – эндорфины и энкефалины. Эти вещества обладают аналгетическими (уменьшающими боль), а также другими морфиноподобными свойствами (вызывают ощущение удовольствия и эйфорию). Так, содержание этих веществ в головном мозге увеличивается, когда человек ест, слушает приятную музыку или занимается какими–то другими видами деятельности, которые, по всеобщему признанию, вызывают чувство удовлетворения. Благодаря таким своим свойствам, а также тому, что эти нейропептиды связываются в нервной системе с теми же рецепторами, что и опиаты (опий и его производные), они называются эндогенными опиоидами. До недавнего времени мы не знали, почему некоторые алкалоиды типа опия, морфина и героина оказывают столь мощное влияние на нервную систему. Теперь же известно, что на поверхностных мембранах некоторых нейронов имеются опиоидные рецепторы. В естественных условиях с этими рецепторами связываются пептидные вещества, вырабатываемые нервной системой – энкефалины и эндорфины. И лишь по случайному совпадению к ним присоединяются также наркотические опиаты – алкалоидные вещества, выделяемые из растений и по своей структуре не сходные с естественными полипептидными опиоидами. Именно чувство удовольствия, возникающее при действии таких веществ, побуждает наркомана употреблять такие наркотические вещества, как опий, морфин и героин. Подобная неестественная мощная стимуляция рецепторов вызывает чрезвычайно приятное субъективное ощущение, сходное с оргазмом, однако более длительное. При повторном применении опиатов возникают компенсаторные изменения метаболизма нервных клеток, и тогда после их отмены состояние нервной системы становится таким, что больной без введения очередной дозы наркотика испытывает чрезвычайный дискомфорт. Подобная метаболическая зависимость называется пристрастием.

При изучении опиоидных рецепторов весьма полезным оказалось вещество налоксон – конкурентный блокатор этих рецепторов. Поскольку налоксон препятствует связыванию опиатов или опиоидов с клетками–мишенями, с его помощью можно определить, вызвана ли та или иная реакция возбуждением таких рецепторов. Было обнаружено, например, что налоксон в значительной степени снимает аналгетический эффект плацебо (нейтрального вещества, которое дают больным, уверяя их, что оно снимет у них боль). Очевидно, вера в лекарство (или другое средство лечения), которое должно снять боль, приводит к выбросу опиоидных пептидов; возможно, в этом и состоит физиологический механизм действия плацебо. Налоксон снимает также обезболивающий эффект иглоукалывания. Отсюда был сделан вывод, что при иглоукалывании из ЦНС выбрасываются  естественные опиоидные пептиды.

Обезболивающий эффект эндогенных опиоидов может быть связан с тем, что эти нейропептиды препятствуют выделению медиаторов из некоторых нервных окончаний. С такой точкой зрения согласуется тот факт, что энкефалины и эндорфины присутствуют в задних рогах спинного мозга, т.е. в той области, где в спинной мозг входят сенсорные пути. Болевые ощущения могут уменьшаться в результате выделения нейропептидов, вмешивающихся в синаптическое поведение в эфферентных путях, передающих болевые сигналы.

 

Дополнение 6–1. Регистрация нервных импульсов с помощью внеклеточных, электродов

 

Нервные импульсы можно зарегистрировать с помощью пары внеклеточных электродов (рис. А – В). Эти электроды располагают таким образом, чтобы при отрицательном потенциале под электродом I луч на экране осциллографа отклонялся вверх, а под электродом II – вниз. Если потенциалы под электродами будут положительными, картина будет обратной. Потенциал действия (ПД), проходящий по аксону, – это как бы бегущая волна отрицательного потенциала: когда во время фазы деполяризации ПД в клетку входят ионы Na ⁺ , внеклеточная среда в области возбужденного участка становится более отрицательной, чем в соседних участках. Поэтому при распространении ПД от одного электрода до другого на экране осциллографа будет наблюдаться кривая, состоящая из двух пиков–положительного и отрицательного (рис.А).

Если блокировать распространение ПД на участок аксона, на который наложен электрод II, то мы увидим на экране осциллографа более простую картину. Блокирование можно осуществить с помощью анестетиков, охлаждения или повреждения части волокна (рис. Б}.Такая же картина будет наблюдаться в том случае, если электрод II поместить в ванночку с раствором на некотором расстоянии от аксона (рис. В).

Внеклеточная регистрация часто используется для изучения активности нервных стволов, состоящих из нескольких волокон (рис. Г). Такой суммарной активности нескольких волокон соответствует составной потенциал действия, параметры которого зависят от числа волокон, а также динамике токов и их интенсивности. Крупные аксоны генерируют более мощные внутриклеточные токи, поскольку величина трансмембранного тока пропорциональна площади поверхности мембраны. Амплитуда ПД, регистрируемого внеклеточным методом, определяется величиной тока, текущего через внеклеточную жидкость. Значит, при внеклеточной регистрации амплитуда ПД, записанных oт крупных  волокон, будет больше, чем от мелких, хотя трансмембранные изменения потенциала в обоих случаях будут одинаковыми. Благодаря таким различиям на записи активности целого нервного ствола можно выделить сигналы, отвечающие импульсации отдельных волокон.                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                           

 

 

Внеклеточная регистрация ПД в пучке нервных волокон. А. Биполярная регистрация. Б. Монополярная регистрация; один из электродов наложен на поврежденный участок волокна. В. Монополярная регистрация; один из электродов является контрольным и помещен в ванночку с раствором. t1 –t5 – некие фиксированные моменты времени. Сигнал на экране  осциллографа представляет собой результат вычитания потенциала, регистрируемого электродом II, из сигнала, регистрируемого электродом I. Г. При внеклеточной регистрации можно разграничить волокна разного диаметра, основываясь на различиях в амплитуде потенциалов действия. Чем выше ток, текущий во внеклеточной среде, тем больше будет разность потенциалов между записывающими электродами.

 

 

 

 

Дополнение 6–2. Диаметр волокна и скорость проведения возбуждения

 

Скорость проведения ПД частично зависит от того, на какое расстояние в каждый момент времени распространяются токи действия, возникающие при входе Na⁺. В свою очередь это расстояние определяется соотношением продольного (вдоль волокна) и поперечного (через мембрану) сопротивлений токам в каждом участке аксона [уравнение (6–2)]. Поперечное сопротивление мембраны r_м волокна на участке длиной l обратно пропорционально радиусу ρ волокна, поскольку площадь поверхности A_s цилиндрической структуры равна 2l. Продольное же сопротивление r_п аксоплазмы участка длиной l обратно пропорционально площади поперечного сечения А_х волокна. Поскольку А = ², сопротивление r_п обратно пропорционально квадрату радиуса волокна. Из этого следует, что при увеличении радиуса волокна r_п уменьшится в большей степени, чем r_м. Постоянная длины волокна  равна  r_м / (r_i +r₀) [уравнение (6–2)], и, поскольку при увеличении диаметра волокна продольное сопротивление r_п будет уменьшаться больше, чем поперечное, постоянная длины возрастет. Обычно r_п  r₀, поэтому   k  , где k – коэффициент пропорциональности. Итак, можно считать, что постоянная длины возрастает пропорционально радиусу волокна.

Скорость проведения возбуждения зависит от скорости распространения деполяризации впереди от ПД, поэтому нужно учитывать емкость мембраны. Отметим, что постоянная времени (r_м · С_м) участка мембраны волокна определенной длины не зависит от диаметра волокна: емкость мембраны С_м прямо пропорциональна площади поверхности мембраны, а сопротивление г_м – обратно пропорционально ей. Значит, при увеличении диаметра волокна постоянная длины увеличивается, а постоянная времени остается неизменной. В связи с этим в волокнах большого диаметра ток, выходящий через мембрану на расстоянии х от ПД, больше, чем в тонких волокнах, а постоянная времени в обоих волокнах одинакова. Это приводит к тому, что на данном расстоянии деполяризация нарастает быстрее, мембранный потенциал достигает критического уровня раньше и скорость проведения возбуждения повышается.

 

Дополнение 6–3. Фармакологические агенты, используемые при изучении синаптической передачи

 

Очень важную роль в исследовании синаптической передачи сыграло открытие и применение веществ, избирательно влияющих на какие–то этапы передачи или воспроизводящих их. Здесь мы перечислим некоторые из этих веществ, применяющихся при изучении холинергической передачи.

Мускарин и другие аналогичные вещества (в том числе пилокарпин) активизируют определенные холинорецепторы (так называемые мускариновые, или м–холинорецепторы). Эти рецепторы преобладают в тканях внутренних органов, иннервируемых холинергическими парасимпатическими волокнами.

Алкалоид красавки (белладонны) атропин блокирует мускариноподобное действие агонистов АцХ.

Никотин и некоторые другие вещества, например лобелин, являются агонистами АцХ, активируя холинорецепторы двигательных концевых пластинок мышц и постганглионарных вегетативных нейронов. Такого рода рецепторы называются никотинчувствительными.

Препарат D–тубокурарин является действующим началом кураре – яда, которым южноамериканские индейцы смазывали свои стрелы. Это вещество блокирует передачу возбуждения на постсинаптическом уровне, конкурируя с АцХ за связывание с никотинчувствительными рецепторами. Такие рецепторы, как мы уже говорили, располагаются в двигательных концевых пластинках мышц и на постганглионарных вегетативных нейронах. D–тубокурарин обратимо связывается с такими рецепторами, однако их каналы при этом не открываются. Таким образом, D–тубокурарин препятствует развитию постсинаптического тока.

Декаметоний, карбахолин и сукцинилхолин – это аналоги ацетилхолина, которые, подобно кураре, связываются с никотинчувствительными холинорецепторами, однако не просто блокируют их, а активируют и вызывают открывание постсинаптических  каналов.

α–Бунгаротоксин – это белковое вещество, выделенное из яда крайта (змеи семейства кобр, Elapidae). Молекула бунгаротоксина необратимо и с высокой специфичностью связывается с никотиновым холинорецептором постсинаптической мембраны. Это позволило, используя радиоактивно меченный бунгаротоксин, определить количество холинорецепторов в мембране, а также выделить и очистить эти рецепторы.

Эзерин (физостигмин) – это антихолинэстеразный препарат, блокирующий действие АцХЭ – фермента, расщепляющего ацетилхолин после его высвобождения в синаптическую щель. Поскольку эзерин предотвращает ферментативное расщепление ацетилхолина, с его помощью оказалось возможным собрать выделяемый пресинаптическими окончаниями АцХ и определить его количество. В умеренных дозах эзерин увеличивает амплитуду постсинаптических потенциалов в холинергических синапсах.

Гемихолин и его производные блокируют захват холина нервными окончаниями, подавляя тем самым ресинтез ацетилхолина в этих окончаниях из холина и ацетата.

Ботулинический токсин синтезируется бактерией Clostridium botulinum, вызывающей пищевое отравление. Это один из самых мощных из известных ядов.  Даже в самых малых дозах это вещество подавляет высвобождение ацетилхолина нервными окончаниями.

 

 

 Дополнение 6–4. Расчет потенциала реверсии

 

Потенциал реверсии для ионного тока, возникающего под действием электрического раздражителя или медиатора, зависит от относительной проникающей способности ионов, переносящих этот ток, и от их равновесных потенциалов. Если предположить, что ток, возникающий под действием раздражителя, переносится только ионами Na ⁺ и К ⁺, то потенциал реверсии для него можно связать с проводимостью для этих ионов, используя уравнение (5–3). При этом д_к и gr_Na – временные изменения этих проводимостей.

 

IK

=

gK

(

VM

–

EK

)

(1)

 

 

INa

=

gNa

(

VM

–

ENa

)

(2)

 

 

 При потенциале реверсии I_K и I_Na независимо от того, каковы при этом относительные проницаемости для этих ионов, должны быть равны друг другу и противоположно направлены. Только при этом условии суммарный ток будет равным нулю. Значит, если V_M равен потенциалу реверсии Е_рев, то

 

–

IK

=

INa

(3)

 

Подставив в это равенство выражения (1) и (2), получим

 

–

gK

(

VM

–

EK

)

=

gNa

(

VM

–

ENa

)

(4)

 

 

Ясно, что если g_K > g_Na , то V_M должен быть ближе к Е_K, чем к E_Na, и наоборот. Решая уравнение (4) при V_M = E_рев, получаем

 

Eрев

=

(

gK

/

gNa

+

gK

)

EK

+

(

gNa

/

gK

+

gNa

)

ENa

(5)

 

 

 

Отсюда ясно, что E_рев равен не просто алгебраической сумме E_Na и Е_К , а некоторому промежуточному значению между этими двумя равновесными потенциалами и зависит от отношения g_Na / g_K. Значит, если g_Na и g_K будут одинаковы (такая ситуация наблюдается, например, при возбуждении каналов двигательной концевой пластинки мышечного волокна лягушки ацетилхолином), то мембранный потенциал сместится к потенциалу реверсии, значение которого будет находиться ровно посередине между Е_Na и Е_К:

 

Eрев

=

½

(

EK

+

ENa

)

 

                 

 

Для мышечного волокна лягушки Е_К составляет около —100 мВ, a Е_Na – примерно + 60 мВ. Значит, потенциал реверсии для постсинаптического тока будет равен E_рев = ¹/₂ (–100 + 60) = – 20 мВ. Измерение потенциала реверсии для постсинаптического тока в нервно–мышечном синапсе лягушки показало, что он равен –10мВ, т.е. несколько  положительнее. Это связано с тем, что g_Na немного превышает g_K.

Итак, потенциалы реверсии для различных трансмембранных токов зависят от того, какие ионы являются носителями этих токов, каковы равновесные потенциалы для этих ионов и их относительные проницаемости.