Nikolls_-_Ot_neyrona_k_mozgu

адапторных белков, которые отбирают подходящие для повторного использования элементы, и динамика (dynamin), кальций-зависимой ГТФазы, которая отщепляет покрытые клатрином пузырьки от плазматической мембраны101). Для описания механизмов повторного использования компонентов, захваченных в процессе эндоцитоза, были предложены две схемы. Первая предполагает прямое образование новых синаптических пузырьков после утраты клатриновой оболочки эндосомных везикул. Вторая — необходимость прохождения специального эндосомального отдела, в котором и образуются новые синаптические пузырьки. Считается, что круговорот синаптических пузырьков путем эндоцитоза в основном занимает от 30 с до 1 мин102· 103); однако эксперименты, выполненные на нервно-мышечном контакте змеи, свидетельствуют о том, что этот процесс может протекать намного быстрее104).

Альтернативная гипотеза состоит в том, что пузырьки отсоединяются сразу же после высвобождения их содержимого без слияния с плазматической мембраной (см. рис. 13.19) 105). Такая схема экзоцитоза по принципу «поцеловал и убежал» ("kiss and run") была предложена для очень быстрого круговорота пузырьков, который имеет место в некоторых синапсах, например, в центральных синапсах, где происходит выброс медиатора из небольшого числа пузырьков пресинаптических окончаний, но с большой частотой.

§ 6. Локализация рецепторов медиаторов

В синапсах центральной нервной системы ионотропные рецепторы сконцентрированы в постсинаптической мембране непосредственно под нервным окончанием (глава 9); метаботропные рецепторы имеют меньшую плотность и не так точно локализованы. Например, в глутаматергических синапсах коры мозжечка106) и гиппокампа107) млекопитающих ионотропные рецепторы АМРА-типа занимают постсинаптическую мембрану прямо напротив мест высвобождения медиатора, тогда как метаботропные рецепторы локализованы в окружающей удаленной части постсинаптической мембраны.

Как рецепторы медиаторов столь точно удерживаются в данном конкретном месте? В нервно-мышечном контакте скелетной мускулатуры позвоночных АХР являются неподвижными, так как они представляют собой часть постсинаптического аппарата, образованного белками цитоскелета, а также мембранными и мембрано-связанными белками (рис. 13.20)108· 109). Как полагают, в постсинаптическом аппарате 43 кДа белок рапсин (rapsyn), ассоциированный с АХР,

Рис. 13.20. Постсинаптические компоненты насыщенного AChR участка скелетного нервно-мышечного

контакта позвоночных. Дистрофиновый гликопротеиновый комплекс (утрофин, α- и β-?дистрогликан и саркогликаны) скрепляют цитоскелет, мембрану и экстраклеточный матрикс. Агрин соединяется с ламинином

и α-дистрогликаном и передает сигнал с помощью рецептора тирозинкиназы MuSK, запуская формирование постсинаптического аппарата в процессе онтогенеза (глава 23). Рапсин играет ключевую роль в связывании MuSK и AChR с цитоскелетом. RATL и MASC являются еще неустановленными компонентами, которые обеспечивают взаимодействие MuSK с рапсином и агрином соответственно.

Fig. 13.20. Postsynaptic Components of AChR Rich Regions at the vertebrate skeletal neuromuscular junction. The

dystrophin glycoprotein complex (utrophin, α- and β-dystroglycan, and the sarcoglycans) links together the actin cytoskeleton, the membrane, and the extracellular matrix. Agrin binds to laminin and α dystroglycan and signals through the receptor tyrosine kinase MuSK to trigger formation of the postsynaptic apparatus during development (Chapter 23). Rapsyn plays a key role in linking MuSK and AChRs to the cytoskeleton. RATL and MASC are as yet unidentified components that mediate interaction of MuSK with rapsyn and agrin, respectively.

и компоненты комплекса дистрофика (dystrophin) играют определенную роль в локализации АХР. Дистрофиновый комплекс, который связывает вместе миофибриллы цитоскелета, мембрану и окружающий внеклеточный матрикс, также обеспечивает структурную опору для мышечной клетки. Мутации компонентов этого комплекса являются причиной развития мышечной дистрофии Дюшене, при которой мышечные волокна повреждаются и дегенерируют110).

Втормозных синапсах центральной нервной системы глициновые рецепторы «заякорены» в цитоскелете с помощью тубулинсвязываюшего белка гефирина (gephyrin)111). Гефирин также

необходим и для локализации ГАМКA рецепторов в постсинаптической мембране, хотя прямого взаимодействия между гефирином и субъединицами ГАМКА рецепторов не было продемонстрировано. Гефирин взаимодействует с несколькими внутриклеточными компонентами, которые обеспечивают ответ клетки на активацию или действие трофических факторов. Такие взаимодействия, вероятно, играют центральную роль в создании и стабилизации постсинаптической специализации в тормозных синапсах.

Ввозбуждающих синапсах центральной нервной системы были обнаружены три семейства белков, которые взаимодействуют с глутаматными рецепторами (рис. 13.21)112· 113). Белки каждого из семейств имеют один или более PDZ доменов, которые являются консервативными регионами, опосредующими белок-белковые взаимодействия. Глутаматные рецепторы NMDAтипа связаны с белками семейства PSD—95, которые являются главными компонентами, образующими постсинаптическое уплотнение. Глутаматные рецепторы АМРА-типа соединены с белками семейства GRIP. Метаботропные Глутаматные рецепторы связаны с членами семейства Homer белков. Первоначально внимание исследователей было сконцентрировано на той роли, которую такие белки играют в локализации рецепторов в определенных местах на синаптической мембране. Однако стало ясно, что эти белки также играют важную роль в создании внутриклеточной структуры, которая активирует (рекрутирует) внутриклеточные сигналь-

Глава 13. Клеточная и молекулярная биохимия синаптической передачи

285

Рис. 13.21. Глутаматные рецепторы связаны с постсинаптическим скаффолдом (этажеркой), который включает белки, вовлеченные во внутриклеточные сигнальные каскады. Члены семейства белков GRIP связывают АМРА рецепторы с рецептором IP3. PSD-95 и его гомологи соединяют NMDA рецепторы с Yotiao, nNOS, Src, SynGAP и GKAP. CaMKII связывает NMDA рецептор с MyoV. Семейство Хомерных белков соединяет метаботропный глутаматный рецептор с Shank и, таким образом, связывает его с комплексом NMDA рецептора.

Fig. 13.21. Glutamate Receptors Are Linked to a Postsynaptic Scaffold that includes proteins involved in intracellular signaling cascades. Members of the GRIP protein family link AMPA receptors to the IP3 receptor. PSD-95 and its homologues connect NMDA receptors to Yotiao, nNOS, Src, SynGAP, and GKAP. CaMKII binds to NMDA receptors and to MyoV. The Homer protein family links metabotropic glutamate receptors to Shank and thereby to the NMDA receptor complex. (After Sheng and Lee, 2000.)

ные белки, включая синтазу оксида азота, рецептор тирозинкиназ Raf, MAP и Rsk-киназы, рецепторы 1Р3 и Ras-подобные малые ГТФазы113). Таким образом, эти белки могут не только определять расположение рецепторов, но также детерминировать последствия активации рецепторов.

Пресинаптические рецепторы

Рецепторы нейромедиаторов также обнаружены и на пресинаптических нервных окончаниях. Такие пресинаптические рецепторы регулируют высвобождение медиаторов (глава 10) и могут участвовать в механизме высвобождения как таковом (глава 11).

§ 7. Удаление медиаторов из синаптической щели

Финальным шагом химической синаптической передачи является удаление медиатора из синаптической щели. Механизмы удаления медиатора включают диффузию, распад и захват глиальными клетками или нервными окончаниями.

Удаление АХ ацетилхолинэстеразой

Как описано в главе 9, действие АХ прекращается ферментом ацетилхолинэстеразой (АХЭ), который гидролизует АХ до холина и ацетата. Большая часть холина транспортируется обратно в нервное окончание и вновь используется для синтеза АХ. В нервно-мышечных синаптических контактах скелетных мышц позвоночных ацетилхолинэстераза связана с синаптическим базальным слоем, то есть с той частью материала внеклеточного матрикса оболочки мышечного волокна, которая занимает синаптическую шель и складки контакта (рис. 13.22) 14). В синаптическом базальном слое расположено 2 600 каталитических субъединиц АХЭ на квадратный микрометр115) (для сравнения: в постсинаптической мембране находится 104 АХР на квадратный микрометр).

Такое расположение АХЭ между аксонным окончанием и постсинаптической мембраной, заставляющее молекулы АХ пересекать минное поле из расщепляющих ферментов до того, как они смогут вступить во взаимодействие с постсинаптическими рецепторами, может показаться неэффективным. Однако, если принять во внимание размеры синаптической щели и скорость диффузии, связывания и гидролиза АХ, то возникает простая схема, получившая название насыщенного диска (saturated disk)116). После высвобождения одного кванта АХ его концентрация возрастает практически мгновенно (в течение микросекунд) во всем объеме синаптической щели до уровня, достаточно высокого (0,5 ммоль), чтобы насытить и рецепторы АХ, и АХЭ в пре-

Рис. 13.22. Ацетилхолинэстераза сконцентрирована в синаптическом базальном слое нервно-мышечного контакта скелетной мышцы. (А) Микрофотография нервно-мышечного контакта кожной грудной мышцы лягушки, окрашенная гистохимически на ацетилхолинэстеразу. Темный продукт реакции располагается по синаптическим желобкам и складкам. (В) Электронная микрофотография поперечного среза аксонной терминали мышцы, окрашенной на ацетилхолинэстеразу, как на А. Электронно-плотный продукт реакции заполняет синаптическую щель и складки контакта. (С) Электронная микрофотография поврежденной мышцы. Нервное окончание, шванновская клетка и мышечное волокно дегенерировали и были фагоцитированы. Вследствие этого остается пустой футляр, образованный базальным слоем. Поврежденная мышца была окрашена на ацетилхолинэстеразу, стрелка показывает продукт реакции, связанный с синаптическим базальным слоем.

Fig. 13.22. Acetylcholinesterase Is Concentrated in the synaptic basal lamina at the skeletal neuromuscular junction.

(A) Light micrograph of a neuromuscular junction in a frog cutaneous pectoris muscle stained by a histochemical procedure for acetylcholinesterase. The dark reaction product lines the synaptic gutters and junctional folds. (B) Electron micrograph of a cross section of an axon terminal from a muscle stained for acetylcholinesterase as in part A.

The electron-dense reaction product fills the synaptic cleft and the junctional folds. (C) Electron micrograph of a damaged muscle in which the nerve terminal, Schwann cell, and muscle fiber have degenerated and been phagocytized, leaving only empty basal lamina sheaths. The damaged muscle was stained for acetylcholinesterase; reaction product is associated with the synaptic basal lamina (arrow). (Micrographs kindly provided by U. J.

McMahan.)

делах диска диаметром примерно 0,5 мкм, центром которого является место высвобождения медиатора. Связывание АХ с рецепторами и ацетилхолинэстеразой происходит быстро, сравнимо по скорости с процессом расщепления АХ ацетилхолинэстеразой (АХЭ осуществляет ферментативный гидролиз одной молекулы АХ за 0,1 мс). Поэтому доля выброшенных из нервного окончания молекул АХ, которые взаимодействуют, прежде всего, с постсинаптическими рецепторами, определяется отношением числа рецепторов к числу молекул АХЭ. Это означает, что приблизительно 20% молекул АХ связываются с АХЭ и 80 % — с ацетилхолиновыми рецепторами. Связывание АХ с рецепторами вызывает резкое падение концентрации этого медиатора. Концентрация АХ остается низкой из-за того, что АХЭ может расщеплять АХ значительно быстрее (10 молекул/мс) чем они высвобождаются рецептором вследствие закрытия ионных каналов (τ=1 мс; глава 9). Таким образом, приблизительно через 0,1 мс после поступления АХ в синаптическую щель его концентрация в щели падает до такого уровня, что вероятность того, что найдутся хотя бы две молекулы АХ, способные связаться и открыть другой рецептор, становится минимальной.

Такой анализ позволяет высказать предположение, что ингибирование ацетилхолинэстеразы должно оказывать более выраженное влияние на длительность

синаптического потенциала, чем на его амплитуду. Этот эффект наблюдается на самом деле: амплитуда повышается в 1,5-2 раза, а длительность — в 3-5 раз117· 118). Таким

образом, устройство нервно-мышечного контакта, плотность и ки-

нетические свойства рецепторов АХ и АХЭ, взятые вместе, создают синапс, который способен очень быстро реагировать на стимул и эффективно использовать АХ.

Удаление АТФ путем гидролиза

Как и в случае АХ, действие АТФ быстро прерывается путем гидролиза119). Экто-АТФ-- дифосфогидролаза (АДФаза или апираза) гидролизует АТФ до АДФ и АДФ до АМФ. АМФ превращается в аденозин под действием фермента экто-5'-нуклеотидазы. Оба фермента обнаружены в глиальных клетках и в местах синаптических контактов на нейронах120, 121). Во многих синапсах аденозин модулирует синаптическую передачу, соединяясь с рецепторами на пре- и постсинаптической клетках122). Действие аденозина прекращается вследствие захвата или действия аденозиндезаминазы, которая расщепляет аденозин до инозина.

Удаление медиаторов путем захвата

Действие дофамина норадреналина, глутамата, 5-НТ, глицина и ГАМК заканчивается вследствие захвата медиатора пресинаптическими нервными окончаниями, постсинаптическими клетками или глиальными клетками при помощи специальных белковых транспортеров123· 124). Те медиаторы, которые транспортируются в пресинаптические нервные окончания, могут быть вновь упакованы в пузырьки и использованы для синаптической передачи. Существуют два основных семейства белковтранспортеров медиаторов. Для осуществления захвата медиаторов оба используют энергию, создаваемую снижением натриевого электрохимического градиента (глава 4). Натрий- и хлор-зависимые транспортеры норадреналина (NET), ГАМК (CAT), глицина (GLYT), дофамина (DAT) и 5-НТ (SERT) имеют 12 трансмембранных доменов, внутриклеточные амино- и карбокси-концы и несколько внеклеточных мест для гликозилирования. Требующиеся для работы транспортеров внеклеточные ионы натрия и хлора транспортируются одновременно с медиатором.

Второй основной класс транспортеров медиаторов представляет семейство натрийзависимых транспортеров анионных аминокислот124). Это белки, имеющие 10 трансмембранных доменов. Члены этого семейства, называемые GLAST, GLT-1, EAAC1 у крыс и ЕААТ1-5 у человека, прекращают действие глутамата и аспартата. Стехиометрические параметры транспорта различаются для разных членов семейства: с каждой молекулой глутамата внутрь клетки поступает два-три иона натрия и один ион калия выводится наружу, или олин протон транспортируется внутрь, а один гидроксильный (или гидрокарбонатный) ион выносится за пределы клетки. Транспортеры глутамата GLAST и GLT-1 обнаружены преимущественно на клетках глии у крыс, а ЕААС1 локализован на нейронах125). Эксперименты на мутантных мышах позволили установить, что большая часть глутамата захватывается глиальными клетками, однако

для нормального функционирования системы транспорта необходимо присутствие всех трех транспортеров 126).

Транспортеры, которые переносят нейромедиаторы в нервные окончания, отличаются от тех, которые транспортируют медиаторы в синаптические пузырьки. Например, захват норадреналина в нервную терминаль блокируется кокаином, тогда как его транспорт в синаптический пузырек — резерпином. Интересное исключение представляет вещество фенфлурамин, который ингибирует транспорт 5-НТ как везикулярным транспортером, так и транспортером плазматической мембраны127). В результате этого 5-НТ выходит из синаптических пузырьков и накапливается в цитоплазме. Это приводит к тому, что транспортер плазматической мембраны начинает работать в обратном направлении, выводя 5-НТ из окончания.

Важное значение механизмов захвата медиаторов проявляется при воздействии лекарственных препаратов, блокирующих транспортеры нейромедиаторов123). Трициклические антидепрессанты, такие как дезипрамин, являются мощными ингибиторами захвата норадреналина, а некоторые новые антидепрессанты, такие как флуоксетин (Prozak), cepтралин (Zoloft) и пароксетин (Paxil), являются очень сильными ингибиторами захвата 5-НТ128). Недостаточное удаление глутамата из внеклеточной среды в ЦНС может приводить к чрезмерной активации глутаматных рецепторов, вызывая эпилепсию, дегенерацию клеток и в некоторых случаях паралич126).

Действие пептидных медиаторов прекращается вследствие десенситизации рецепторов и удаления пептида из внеклеточной жидкости путем диффузии и распада129). Доказательства обратного захвата пептидов в преси-

наптическое окончание отсутствуют. Характеристика ферментов, которые осуществляют деградацию пептидов, находится на начальном этапе130).

Выводы

·Ацетилхолин, норадреналин, адреналин, дофамин, 5-гидрокситриптамин, гистамин, аденозинтрифосфат, γ-аминомасляная кислота, глицин и глутамат являются классическими низкомолекулярными медиаторами.

·Оксид азота и оксид углерода являются низкомолекулярными липидо- и водорастворимыми медиаторами, которые не хранятся в клетке.

· Нейропептиды образуют третью группу медиаторов.

·Многие нейроны высвобождают более одного медиатора, обычно один низкомолекулярный медиатор и один или более нейропептид.

·Классические низкомолекулярные медиаторы синтезируются в аксонных окончаниях, упаковываются в маленькие синаптические пузырьки и хранятся до высвобождения. Механизмы обратной связи контролируют количество и активность ферментов, катализирующих синтез медиатора на адекватном уровне.

·Нейропептиды синтезируются в теле клетки, упаковываются в крупные плотные пузырьки в аппарате Гольджи и транспортируются в аксонное окончание.

·Медленный аксонный транспорт переносит растворимые белки и компоненты цитоскелета из тела клетки в аксонное окончание со скоростью 1-2 мм в день.

·Быстрый аксонный транспорт переносит пузырьки и другие органеллы со скоростью до 400 мм в день либо по направлению к окончанию (антероградный транспорт), либо по направлению к соме клетки (ретроградный транспорт). Быстрый транспорт осуществляется молекулярными моторами, которые перемещают органеллы вдоль микротрубочек.

·Высоко консервативный механизм транспорта пузырьков и слияния мембран, который описывается SNARE-гипотезой, осуществляет экзоцитоз синаптических пузырьков. Синаптотагмин является кальциевым сенсором, необходимым для высвобождения медиатора.

·После высвобождения медиатора компоненты везикулярных мембран возвращаются в клетку по механизму эндоцитоза и подвергаются метаболическому круговороту.

·Сложный постсинаптический аппарат иммобилизует рецепторы медиаторов, связывая их с цитоскелетом и создавая внутриклеточную структуру для сигнальных белков, которые определяют последствия активации рецепторов.

·Заключительным шагом химической синаптической передачи является удаление медиатора из синаптической щели путем диффузии, распада или захвата медиатора. Правильное удаление медиатора является важным процессом для нормального функционирования синапса.

Рекомендуемая литература

Обзоры

оBajjalieh, S. M. 1999. Synaptic vesicle docking and fusion. Curr. Opin. Neurobiol. 9: 321-328.

оCooper, J. R., Bloom, F. E., and Roth, R. H. 1996. The Biochemical Basis of Pharmacology, 7th Ed. Oxford University Press, New York.

оHilfiker, S., Pieribone, V.A., Czemik, A.J., Kao, H-T., Augustine, G.J., and Greengard, P. 1999. Synapsms as regulators ofneurotransmitter release. Philos. Trans. R.Soc. Land. В 354: 269-279.

оHirokawa, N. 1998. Kinesin and dynein super-family proteins and the mechanism of organelle transport. Science 279: 519-526.

оKneussel, M., and Betz, H. 2000. Receptors, gephyrin and gephyrin-associated proteins: Novel

insights inlo the assembly of inhibitory postsynaptic membrane specializations. /. Physiol. 525: 1-9.

оLundberg, J. M. 1996. Pharmacology of cotrans-mission in the autonomie nervous system: Integra-live aspects on amines, neuropeptides, adenosine triphosphate, amino acids and nitric oxide. Phar-macol. Rev. 48: 113-178.

оO'Brien, R. J., Lau, L. F., and Huganir, R. L. 1998. Molecular mechanisms of glutamate receptor clustering at excitatory synapses. Curr. Opin. Neurobiol. 8: 364-369.

оPalacïn, M., Estévez, R., Bertran, J., and Zorzano, A. 1998. Molecular biology of mammalian plasma membrane amino acid transporters. Physiol. Rev. 78: 969-1054.

оPelllzzari, R., Rossetto О., Schiavo, G., and Mon-tecucco, C. 1999. Tetanus and botulinum neuro-toxins: Mechanism of action and therapeutic uses. Phihs. Trans. R. Soc. Land. В 354: 259-268.

оRobinson, M.S. 1994. The role of clathrin, adaptors, and dynamin in endocytosis. Си/г. Opin. Cell Biol. 6: 538544.

оSanes, J. R., and Lichtman, J.W. 1999. Development of the vertebrate neuromuscular junction. Annu. Rev. Neurosci. 22: 389-442.

оSchuldiner, S., Shirvan, A., and Linial. M. 1995. Vesicular neurotransmitter transporters: From bacteria to humans. Physiol. Rev. 75: 369-392.

оSheng, M. and Lee, S. H. 2000. Growth of the NMDA receptor industrial complex. Nature Neurosci. 3: 633-635.

оSiegel, G.J., Agranoff, B.W., Albers, R.W., Fisher, S. K., and Uhler, M. D. (eds.). 1999. Basic Neurochemistry: Molecular, Cellular, and Medical Aspects, 6th Ed. Lippincott-Raven, Philadelphia.

оVallée, R. В., and Bloom, G. S. 1991. Mechanisms of fast and slow axonal transport. Annu. Rev. Neurosci. 14: 59-92.

Статьи

оBirks, R. I., and Macintosh, F. C. 1961. Acetyl-choline metabolism of a sympathetic ganglion. /. Biocliem. Physiol. 39: 787-827.

оBrady, S.T., Lasek, R.J., and Alien, R.D. 1982. Fast axonal transport in extruded axoplasm from squid giant axon. Science 218: 1129-1131.

оHoward, J., Hudspeth, A.J., and Vale, R.D. 1989. Movement of microtubules by single kinesin molecules. Nature 342: 154-158.

оJonas, R, Bischofberger, J., and Sandkuhler,J. 1998. Corelease of two fast neurotransmitters at a central synapse. Science 281: 419-424.

оKuromi, H., and Kidokoro, Y. 1998. Two distinct pools of synaptic vesicles in single presynaptic boutons in a temperature-sensitive Drosophila mutant, sliibire. Neuron 20: 917-925.

оMcMahan, U. J., Sunes, J. R., and Marshall, L. M. 1978. Cholinesterase is associated with the basal lamina at the neuromuscular junction. Nalure 271: 172-174.

оNusser, Z., Mulvihill, E., Streit, R, and Somogyi, Ρ 1994. Subsynaptic segregation of metabotrop-ic and ionotropic glutamate receptors as revealed by immunogold localization. Neuroscience 61:421-427.

оSchnapp, В. J., Vale, R. D., Sheetz, M. P., and Reese, T. S. 1985. Single microtubules from squid axoplasm support bi-directional movement of or-ganelles. Cell 40: 455-462.

оSulzer, D., Joyce, M. P., Lin, L., Geldwert, D., Haber, S. N.. Hattori, T., and Rayport, S. 1998. Dopamine neurons make glutamatergic synapses in vitro. /. Neurosci. 18: 4588-4602.

Цитированная литература

1.Elliot, T. R. 1904. J. Physiol. 31: (Proc.) xx-xxi.

2.von Euler, U. S. 1956. Noradrenaline. Charles Thomas, Springfield, IL.

3.Hall, Z.W., Hildebrand, J.G. and Kravitz, E.A. 1974. Chemistry of Synoptic Transmission. Chiron Press, Newton, MA.

4.Ding, R., Asada, H., and Obata, K. 1998. Brain Res. 800: 105-113.

5.Miele, M., Boutelle, M.G., and Fillenz, M. 1996. /. Physiol. 497: 745-751.

6.Perschak, H. and Cuenod, M. 1990. Neuroscience 35: 283-287.

7.Myers, R. D., Adell, A., and Lankford, M. F. 1998. Neurosci. Biobehav. Rev. 22: 371-387.

8.Vollenweider, F. X., Cuenod, M. and Do, K. Q. 1990. J.Neurochem. 54: 1533-1540.

9.Jaffe, et al. 1998. /. Neurosci. 18: 3548-3553.

10.Zakrzewska. K. E., et al. 1999. Endocrinology 140: 3183-3187.

11.Lundberg, J. M. 1996. Pharmacol. Rev. 48: 113-178.

12.Bondy, C.A., et al. 1989. Cell. Mol. Neurobiol. 9: 427-446

13.Homberg, U. and Hildebrand, J. G. 1989. /. Сотр. Neural. 288: 243-253.

14.Whim, M. D., Church, P.J., and Lloyd, RE. 1993. Mol. Neurobiol. 7: 335-347.

15.Jonas, P., Bischofberger, J., and Sandkuhler, J. 1998. Science 281: 419-424.

16.Jo, Y. H., and Schlichter, R. 1999. Nature Neurosci. 2: 241-245.

17.Kaneko, T., et al. 1990. Brain Res. 507: 151-154.

18.Sulzer, D., et al. 1998. /. Neurosci. 18:4588-4602.

19. Birks, R. 1., and Macintosh, F. C. 1961. У. Biochem. Physiol. 39: 787-827.

20.Potier, L.T. 1970. /. Physiol. 206: 145-166.

21.Jope, R. 1979. Brain Res. Rev. 1: 313-344.

22.Parsons, S.M., et al. 1987. Ann. N. У. Acad. Sci. 493: 220-233.

23.Axelrod, J. 1971. Science 173: 598-606.

24.Weiner, N.. and Rabadjija, M. 1968. /. Pharmacol. Exp. Ther. 160:61-71.

25.Joh, T. H., Park, D. H.. and Reis. D. J. 1978. Proc. Nail. Acad. Sci. USA 75: 4744-4748.

26.Zigmond, R. E., Schwarzchild. M.A., and Rit-tenhouse, A. R. 1989. Annu. Rev. Neurosci. 12: 415-461.

27.Nagatsu, T. 1995. Essays Biochem. 30: 15-35.

28.Nagatsu, T., and Ichinose, H. 1999. Mol. Neurobiol. 19: 79-96.

29.Boadle-Biber, M.С. 1993. Prog. Biophys. Mol. ВЫ. 60: 1-15.

30.Hamon, M., et al. 1981. J. Physiol. (Paris) 77: 269-279.

31.Sandyk, R. 1992. Int. J.Neurosci. 67: 127-144.

32.Moeller, F. G., et al. 1996. Psychopharmacology 126: 96-103.

33.Voderholzer, U, et al. 1998. Neuropsychopharma-cology 18: 112-124.

34.Roberts, Ε. 1986. In Benzodiazepine/GABA Receptors and Chloride Channels: Structural and Functional

35.Hall, Z. W., Bownds, M. D., and Kravitz, E. A. 1970. J. Cell Biol. 46: 290-299.

36.Martin, D. L. 1987. Cell. Mol. Neurobiol. 7: 237-253.

37.Erlander, M.C., et al. 1991. Neuron 7: 91-100.

38.Asada, H., et al. 1997. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94: 6496-6499.

39. Laake, J. H., et al. 1999. Neuroscience 88: 1137-1151.

40.Bellocchio, Ε. Ε., et al. 1998. J. Neurosci. 18: 8648-8659.

41.Thoenen, H., Mueller, R. Α., and Axelrod, J. 1969. Nature 221: 1264.

42.Thoenen, H., Otten, U, and Schwab, M. 1979. In The Neurosciences: Fourth Study Program. MIT Press, Cambridge, MA, pp.911-928.

43.Comb, M., Hyman, S. E., and Goodman, H.M. 1987. Trends Neurosci. 10:473-478.

44.Schalling, M., et al. 1989. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 4302^t305.

45.Mains, R. E., and Eipper, B. A. 1999. In Basic Neurochemistry: Molecular, Cellular, and Medical Aspects,

6th Ed. Lippincott-Raven, Philadelphia, pp. 363-382.

46.Sossin, W.S., Fisher, J.M., and Scheller, R. H. 1989. Neuron г: 1407-1417.

47.Paganetti, P., and Scheller, R. H. 1994. Broin Res. 633: 53-62.

48.Schuldiner, S., Shirvan, A., and Linial, M. 1995. Physiol. Rev. 75: 369-392.

49.Varoqui, H., and Erickson, J. D. 1997. Mol. Neu-robiol. 15: 165-191.

50.Reimer, R.JL, Fon, E.A.. and Edwards, R. H. 1998. Curr. Opin. Neurobiol. 8: 405-412.

51.Stevens, Т.Н., and Forgac, M. 1997. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 13: 779-808.

52.Kopin, 1. J. 1968. Annu. Rev. Pliarmacol. 8: 377-394.

53.Luqmani, Y.A., Sudlow, G., and Whittaker, V.P. 1980. Neuroscience 5: 153-160.

54.Johnson, R. G., Jr. 1988. Physiol. Rev. 68: 232-307.

55.Burnstock, G. 1995. J. Physiol. Pharmacol. 46: 365-384.

56.Kupfermann. I. 1991. Physiol. Rev. 71: 683-732.

57.Dowdall, M. J., Boyne, A. F., and Whittaker, V. P. 1974. Biochem. J. 140: 1-12.

58. De Potter, W. P., Smith, A. D., and De Schaepdryver, A. F. 1970. Tissue Cell 2: 529-546.

59.Tamir, H., et al. 1994. J.Neurochem. 63: 97-107.

60.Stadler, H., and Kiene, M-L. 1987. EMBO J. 6: 2217-2221.

61.Dumoulin, Α., et al. 1999. J. Cell Sci. 112: 811-823.

62.Sagne, C. et al. 1997. FEBS Lett. 417: 177-183.

63.Weiss, P., and Hiscoe, H. B. 1948. J. Exp. Zoo/. 107:315-395.

64.Droz, В., and Leblond, C. P. 1963. J. Сотр. Neu-rol. 121: 325-346.

65.Koehnle, T.J., and Brown, A. 1999. J. Cell Biol. 144: 447-458.

66.Grafstein, В., and Forman, D. S. 1980. Physiol. Rev. 60: 1167-1283.

67.Vallée, R. В., and Bloom, G.S. 1991. Annu. Rev. Neurosci. 14: 59-92.

68.Bartlett, S. E., Reynolds, A. J., and Hendry, I.A. 1998. Immunol. Cell Biol. 76: 419-423.

69.Kuypers, H. G. J. M., and Ugolini, G. 1990. Trends Neurosci. 13: 71-75.

70.Teune, T.M., et al. 1998. /. Сотр. Neural. 392: 164-178.

71.Inoue, S. 1981. /. Cell Biol. 89: 346-356.

72.Allen, R. D., Allen, N. S., and Travis, J. L. 1981. Cell Motil. 1:291-302.

73.Brady, S.T., Lasek, R.J., and Allen, R. D. 1982. Science 218: 1129-1131.

74.Vale, R. D., and Fletterick, R.J. 1997. Annu. Rev. Cell Dev. ВЫ. 13:745-777.

75.Vallée, R. В., and Gee, M.A. 1998. Trends Cell ВЫ. 8: 490-494.

76.Hirokawa, Ν. 1998. Science 279: 519-552.

77 Sheetz, M. P. 1999. Eur. 1. Biochem. 262: 19-25.

78.Howard, J., Hudspeth, A. J., and Vale, R. D. 1989. Nature 342: 154-158.

79.Svoboda, K., et al. 1993. Nature 365: 721-727.

80.Mandelkow, E., and Hoenger, A. 1999. Curr. Opin. Cell Biol. Il: 34-44.

81.Baas, P. W., and Brown, A. 1997. Trends Cell Biol. 7: 380-384.

82.Hirokawa, N.. et al. 1997. Trends Cell ВЫ. Т. 382-388.

83.Zimmermann, H., and Denston, C. R. 1977. Neuroscience 2: 695-714.

84.Zimmermann, H., and Denston, C. R. 1977. Neuroscience 1: 715-730.

85.Kopin, I.J., et al. 1968. J.Pharmacol. Exp. Ther. 161:271-278.

86.Kuromi, H., and Kidokoro, Y. 1998. Neuron 20: 917-925.

87.Henkel, A.W, Lûbke, J. and Betz, W.J. 1996. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 1918-1923.

88. Henkel, A. W., et al. 1996. J. Neurosci. 16: 3960-3967.

89.De Camilli, P., and Creengard, P. 1986. Biochem. Pharmacol. 35: 4349^t357.

90.Hilflker, S., et al. 1999. Philos. Trons. R. Soc. Lond. В 354: 269-279.

91.Llinâs, R., et al. 1985. Proc. Natl. Acad. Sri. USA 82: 3035-3039.

92.Bennett, M. К., and Scheller, R. H. 1994. Си/г. Opin. Neurobiol. 4: 324-329.

93.Ferro-Novick, S., and Jahn, R. 1994. Nature 370: 191-193.

94.Rothman, J. E. 1994. Nalutf 372: 55-63.

95.Cerst, J. E. 1999. Cell. Mol. Life Sri. 55: 707-734.

96.Bajjalieh, S. M. 1999. Curr. Opin. Neurobiol. 9: 321-328.

97.Rettig, JL, et al. 1996. Proc. Natl. Acad. Sa. USA 93: 7363-7368.

98.Seagar, M., et al. 1999. Philos. Trans. R. Soc. Land. B 354: 289-297.

99 Pellizzari, R., et al. 1999. Philos. Trans. R.Soc. Lond. В 354: 259-268.

100.Miller, T. M., and Heuser, JL E. 1984. J. Cell Biol. 98: 685-698.

101.Robinson, M. S. 1994. Curr. Opin. Cell Biol. 6: 538-544.

102.Betz, W.J., and Bewick, O.S. 1993. J. Physiol. 460: 287-309.

103.Ryan, T.A., et al. 1993. Neuron 11: 713-724.

104.Teng, H., et al. 1999. /. Neurosci. 19: 4855^t866.

105.Kavalali, E., Klingauf, J., and Tsien, R.W. 1999. Philos. Trans. R. Soc. Lond. В 354: 337-346.

106.Nusser, Z., et al. 1994. Neuroscience 61: 421-427.

107.Lujân, R., et al. 1996. Eur. J Neurosci. 8: 1488-1500.

108.Apel, E. D., and Merlie, J. P. 1995. Curr. Opin. Neurobiol. 5: 62-67.

109.Sanes, JL R., and Lichtman, JLW. 1999. Annu. Rev. Neurosci. 22: 389-442.

110. Petrof, B. J. 1998. Mol. Cell. Biochem. 179: 111-123.

111.Kneussel, M., and Betz, H. 2000. J. Phvsiol. 525: 1-9.

112.O'Brien, R. J.,Lau, LE, and Huganir, R. L. 1998. Curr. Opin. Neurobiol. 8: 364-369.

113.Sheng, M. and Lee, S. H. 2000. Nature Neurosci. 3: 633-635.

114.McMahan, U J., Sanes, J. R., and Marshall, L. M. 1978. Nature 271: 172-174.

115.Salpeter, M. M. 1987. In The Vertebrate Neu-romuscular Junction. Alan R. Liss, New York, pp. 1-54.

116.Bartol, T. M., et al. 1991. Biophys. J. 59: 1290-1307.

117.Fait, P., and Katz, B. 1951. /. Physiol. 115: 320-370.

118.Katz, В., and Miledi, R. 1973. J. Physiol. 231· 549-574.

119.Zimmermann, H., and Braim, N. 1996. J. Auton. Pharmacol. 16: 397-400.

120.Wang, T. F, and Guidotti, G. 1998. Brain Res. 790:318-322.

121.Maienschein, V., and Zimmermann, H. 1996. Neuroscience 70: 429-438.

122.Brundege, J. M., and Dunwiddie, T. V. 1997. Adv. Pharmacol. 39: 353-391.

123.Amara, S. G., and Kuhar, M.JL 1993. Annu Rev Neurosci. 16: 73-93.

124.Palacfn, M., et al. 1998. Ptiysiol. Rev. 78: 969-1054.

125.Rothstein, JL D., et al. 1994. Neuron 13: 713-725.

126.Rothstein, JL D., et al. 1996. Neuron 16: 675-686.

127.Frazer, A., and Hensler, J. G. 1999. In Basic Neurochemlstry. Molecular, Cellular, and Medical Aspects,

6th Ed. Lippincott-Raven, Philadelphia, pp. 263-292.

128.Fuller, R.W. 1995. Prog. Drug Res. 45: 167-204.

129.Grady, E., et al. 1997. / Invest. Dermatol. Symp. Proc. 2: 69-75.

130.Turner, A.J., and Tanzawa. K. 1997. FASEB J. II: 355-364.

Глава 14. Нейромедиаторы в центральной нервной системе

Эта глава посвящена функциональной роли отдельных медиаторов в центральной нервной системе. Важные данные о функции медиаторов можно получить из исследований их распределения в нервной системе, эффектов веществ, влияющих на их синтез, хранение, высвобождение или действие медиаторов, а также из экспериментов, в которых белки, участвующие в этих процессах, изменены с помощью мутаций или технологии нокаута. Такие исследования дают ключ к пониманию биохимических механизмов, лежащих в основе нарушения функции нервной системы, и предлагают новые пути их терапии.

γ-аминомасляная кислота (ГАМК) обеспечивает тормозные эффекты в ЦНС с помощью трех классов рецепторов. Наиболее распространенными являются ГАМКА рецепторы. В ответ на действие ГАМК эти рецепторы увеличивают проводимость мембраны для ионов хлора. Активность AΑΜΚΑ рецепторов модулируется веществами антиконвульсантами, такими как барбитураты и бензодиазепины. Глутамат является основным возбуждающим медиатором в ЦНС. Он взаимодействует с двумя классами ионотропных рецепторов, различающихся по типу агонистов, которые могут их активировать, и по их относительной проницаемости для кальция. ГАМК и глутамат действуют также на метаботропные рецепторы.

Ацетилхолин действует как медиатор во многих отделах мозга через метаботропные мускариновые рецепторы. Кроме того, активность ЦНС модулируется через никотиновые рецепторы, расположенные в пресинаптической мембране. Базальные ядра переднего мозга осуществляют мощную и диффузную холинергическую иннервацию коры и гиппокампа. В холинергической системе базальных ядер проявляются выраженные дегенеративные изменения при болезни Альцгеймера, хотя это заболевание затрагивает и нейроны, высвобождающие другие медиаторы.

Действуя на ионотропные или метаботропные рецепторы, АТФ является модулятором или непосредственным медиатором синаптической передачи в ЦНС. Аденозин модулирует процессы передачи информации в ЦНС, взаимодействуя с метаботропными рецепторами.

Данные по исследованию болевой чувствительности вызвали значительный интерес к субстанции Ρ и опиоидным пептидам. Субстанция Ρ высвобождается первичными афферентными волокнами, которые отвечают на болевой стимул. Энкефалин, опиоидный пептид, высвобождаемый интернейронами спинного мозга, подавляет болевую чувствительность, блокируя высвобождение субстанции Ρ из окончаний первичных афферентов. Другие опиоидные пептиды действуют в синапсах мозга, изменяя наше восприятие боли. Помимо болевой чувствительности субстанция Ρ и опиоидные пептиды участвуют и в других функциях нервной системы.

Отличительной чертой распределения в ЦНС норадреналина, дофамина, адреналина, серотонина и гистамина является то, что лишь небольшое число нейронов высвобождает эти амины в качестве медиаторов. Однако эти нейроны настолько сильно разветвляются, что каждый нейрон посылает буквально тысячи отростков по всей ЦНС. Такая морфология сочетается с физиологической ролью моноамин-содержащих нейронов в модулировании синаптической активности в различных областях ЦНС, в результате чего они регулируют такие глобальные функции, как внимание, пробуждение, цикл сон-бодрствование и настроение.

Сложность и пластичность синаптических связей в центральной нервной системе создают физический субстрат поведения. Поэтому знание медиаторов, участвующих в функционировании синапса, и механизма их действия является центральным моментом для понимания деятельности мозга. Кроме того, пути синтеза и распада каждого нейромедиатора