Nikolls_-_Ot_neyrona_k_mozgu

Рис. 16.8. Расположение гипоталамуса и гипофиза в мозге человека. (А) Продольное сечение мозга. (В) Ядра гипоталамуса и смежные структуры.

Fig. 16.8. Position of the Hypothalamus and the Pituitary Gland in the human brain. (A) Sagittal section of brain, with the area shown in В outlined. (B) Nuclei of the hypothalamus and adjacent structures.

Регуляция вегетативных функций в гипоталамусе

Существенная часть процессов управления в вегетативной нервной системе обеспечивается гормонами. Секреция гормонов железами (такими, как щитовидные, половые и кора надпочечников) регулируется релизинг-факторами, секретируемыми в ЦНС (обсуждается в следующих разделах). В свою очередь, гормоны оказывают обратное действие на ЦНС, регулируя секрецию релизинг-факторов, и замыкают, таким образом, петлю обратной связи.

Гипоталамус (рис. 16.8 и 16.9) — это отдел мозга, который регулирует интегративные вегетативные функции, включая температуру тела, аппетит, потребление воды, дефекацию, мочеиспускание, частоту сердечных сокращений, артериальное давление, половую деятельность, лактацию, а также, в более медленной временной шкале, рост тела45). Точность гомеостатических механизмов обеспечивает возможность каждому из нас поддерживать температуру тела около 37° С, кровяное давление около 120/80 мм рт. ст., частоту сердечных сокращений 70 ударов в минуту, потребление и выделение воды на уровне 1,5 литров в день, постоянное продвижение пищи по пищеварительному тракту с соответствующей секрецией, необходимой для пищеварения и абсорбции на каждом из уровней. Гипоталамус — это также отдел мозга, в котором эмоции сопрягаются с вегетативными ответами: мысль о пище приводит к секреции слюны, ожидание физической нагрузки — к повышению симпатической активности и т. д.

Другой тонко регулируемой функцией гипоталамуса является генерация в высшей степени точных и регулярных ритмов. К числу медленных относятся ритмы, контролирующие эндокринную секрецию. Например, половая и репродуктивная функции осциллируют с недельной периодичностью, которая зависит от секреции клетками гипоталамуса пептидных гормонов. Последние, в свою очередь, действуют на железы передней доли гипофиза, вызывая выделение в кровоток других гормонов.

Нейроны гипоталамуса, высвобождающие гормоны

Хорошо изученным примером гормональной секреции нейронов гипоталамуса является секреция релизинг-фактора гонадотропина (GnRH, то же что LHRH)46). Основной функцией этих нейронов является секреция GnRH в «портальную систему» кровеносных сосудов, напрямую соединяющих гипоталамус с передней долей гипофиза (рис. 16.9). Нейронально освобождаемый GnRH, таким образом, избирательно действует на железы, которые не имеют прямой иннервации, обеспечивая центральной нервной системе возможность контролировать гормональную секрецию. Выделившийся релизинг-фактор затем разбавляется в крупных сосудах кровеносной системы, в результате чего уже не может, к примеру, влиять на синаптическую передачу в вегетативных ганглиях. В передней доле гипофиза (аденогипофизе) GnRH возбуждает особые клетки, секретируюшие гонадотропин, гормон, необходимый для обеспечения репродуктивных ритмов и функций.

Это краткое упрощенное изложение не отражает элегантных экспериментов Хэрриса, который впервые показал, что локальное выделение релизинг-факторов в гипоталамусе представляет собой важный регуляторный механизм47· 48). Его концепция доставки химических сигналов через систему кровеносных сосудов путем целенаправленного транспорта была поистине революционной.

Распределение и численность GnRH-секретирующих клеток

GnRH-секретируюшие клетки рассредоточены по всему гипоталамусу и не образуют четко локализованных ядер или скоплений. Среди них выделяются лишь GnRHсекретирующие клетки, расположенные вблизи передней доли гипофиза (в срединном возвышении гипоталамуса), которые, как показано в предыдущем разделе, обеспечивают секрецию гонадотропина гипофизом (рис. 16.9). Высвобождение самих релизингфакторов обеспечивается гормонами, такими как гормоны половых желез, образующими обратную связь с мозгом, и синаптическими входами, использующими различные медиаторы, включая норадреналин, дофамин, гистамин, глутамат и ГАМК49· 50).

Характерной особенностью GnRH-секретирующих клеток является их небольшая численность: 1300 у крысы и 800 у мыши51). Однако крысы и мыши (да и люди тоже) просто вымерли бы без этих немногочисленных и разрозненных клеток мозга. Второе замечательное свойство этих клеток связано с их онтогенетическим развитием (глава 23). У эмбрионов крыс с 10 по 15 дни развития клетки-предшественники впервые появляются в участке обонятельной плакоды. Это регион, из которого впоследствии развивается обонятельный эпителий. После деления, клетки мигрируют вдоль аксонов обонятельного нерва и достигают гипоталамуса51· 52). Проводящие пути и молекулярные механизмы миграции GnRH-секретирующих клеток были изучены на эмбрионах, новорожденных опоссумах и в культурах клеток53). Поскольку все эти клетки могут быть надежно помечены антителами, специфичными к GnRH, их можно количественно учитывать как в месте их происхождения, так и по ходу миграции. Нейроны других типов тоже мигрируют вдоль тех же аксональных путей, что и GnRH-ceкретирующие клетки. Однако, не достигнув гипоталамуса, они отклоняются в сторону, попадая в совершенно другие области мозга54).

На рис. 16.9 показано, что наряду с GnRH--секретируюшими клетками в гипоталамусе существуют особые популяции нейронов, секретирующих другие гормоны, необходимые для обеспечения вегетативных функций. Обмен веществ, функция щитовидной железы, абсорбция солей в почках, а также рост зависят от релизинг-факторов, которые секретируются в портальную систему и воздействуют через нее на переднюю долю гипофиза.

Особые нейроны гипоталамуса, расположенные в супраоптическом и паравентрикулярном ядрах (рис. 16.9) напрямую иннервируют заднюю долю гипофиза. Их окончания высвобождают в кровь антидиуретический гормон (ADH), называемый также вазопрессином, и окситоцин55)--57). Следовательно, регуляция абсорбции воды почками и сокращений матки напрямую зависит от импульсной активности нейронов гипоталамуса.

Циркадные ритмы

Особо важную роль в жизнедеятельности животных имеют циркадные ритмы, контролирующие суточный цикл и цикл сон--бодрствование. В отсутствие каких-либо внешних сигналов, 24-часовые ритмические

Рис. 16.10. Циркадный ритм изолированного глазного стебелька речного рака. (А) Изолированный глазной стебелек, поддерживаемый в органе типической культуре, перед началом эксперимента был настроен на цикл чередования света и темноты (показано вверху чередующимися светлыми и темными полосами). (В) Измерение содержания гормона в условиях, когда препарат был лишен поступления каких-либо стимулов и содержался в темноте (черная полоса внизу). Навязанный ранее суточный ритм при этом сохраняется.

Fig. 16.10. Orcadian Rhythm of Crayfish Eyestalks in Isolation. (A) The isolated eye-stalk was kept in organ culture and entrained to light-dark cycles (indicated by the alternating light and dark bars above). (B) Later, at the time of the experiment when the hormone content was measured, the eyestalk was deprived of all stimuli and kept in darkness (indicated by the black bar below). The day-night rhythm clearly persisted, (After Arechiga et al., 1993.)

Рис. 16.11. Циркадные разряды нейронов органотипической культуры глазного стебелька речного рака. В течение 24-часового цикла внутриклеточно регистрируемая импульсная активность одиночного нейрона претерпевает циклические изменения.

Fig. 16.11. Orcadian Firing of Neurons of crayfish eyestalk maintained in culture. During the 24-hour cycle the action potential activity recorded intracellularly from a single neuron undergoes cyclical changes. Regular bursts occur at

10:00 а. гл., followed by irregular firing between 12:00 noon and 6:00 p. гл., and silence at midnight; next morning the regular bursts begin again. (From records kindly provided by H. Arechiga and U. Garcia.)

циклы поддерживаются внутренними часами в течение продолжительного времени (недели и месяцы) как у беспозвоночных, так и у позвоночных58)--60), и даже в эксплантатах и культурах нейронов61)--63). Внутренний механизм синхронизации может быть изменен (или «навязан») воздействием регулярно чередующихся световых и темновых стимулов64). Вегетативные функции находятся под сильным влиянием биологических часов, которые действуют на шишковидную железу и секрецию мелатонина 65, 66).

Сведения о клеточных и молекулярных механизмах, позволяющих нейронам обеспечивать регулярные суточные циклы, были получены как на беспозвоночных, так и на позвоночных. Например, в зрительных путях ракообразных существует скопление секреторных нервных клеток, называемое глазным стебельком (eyestalk). В этой структуре можно поддерживать ритмы метаболической активности, секреции и импульсных разрядов, даже если изолированный орган поддерживается в культуре67). На такой органотипическои культуре было проведено отведение элек-

Рис. 16.12. Циркадный ритм среза супрахиазматического ядра крысы, поддерживаемого в культуре. ГАМК, апплицированная в разное время суток в процессе внеклеточного отведения нейронной активности, вызывала увеличение частоты импульсации в дневное время (А) и ее снижение ночью (В). Отведения на С и D показывают, что эффекты, вызываемые ГАМК, блокируются антагонистами ГАМК (бикукуллином и пикротоксином).

Fig. 16.12. Orcadian Rhythm of Slice of Rat Suprachiasmatic Nucleus maintained in culture. GABA was applied at different times while extracellular recordings were made from neurons. GABA gave rise to increases of action potential frequency in the daytime (A) and decreases at night (B). The recordings in С and D show that the effects of GABA were blacked by GABA antagonists (bicuculline and picrotoxin). The change from excitation to inhibition can be accounted for in terms of changed intracellular chloride concentrations, which were assessed by whole-cell patch recordings (not shown). The conductance change produced by GABA remains unchanged during the day-night cycle. The mechanisms that rhythmically change intracellular chloride concentration are not yet known. (After Wagner et al., 1997.)

трической активности пейсмекерных клеток, охарактеризованы пептиды, выделяемые этими клетками, и проанализированы механизмы их действия. Более того, было показано, что ритм активности пейсмекерных нейронов в культуре может быть изменен путем навязывания чередующихся световых и темновых периодов. Примеры циркадных ритмов, генерируемых клетками в культуре, показаны на рис. 16.10 и 16.11.

У теплокровных ключевой структурой в гипоталамусе для генерации ритма внутренних часов является супрахиазматическое ядро (SCN). Важным входом этого ядра является проекция глаза68). После разрушения супрахиазматического ядра у крыс теряется способность настраивать эндогенный ритм на частоту чередования световых и темновых периодов. Двигательная активность, потребление воды, циклы сна-бодрствования и гормональной секреции нарушаются69· 70). Если трансплантировать эмбриональные ткани гипоталамуса, содержащие SCN, хозяину, ритмическая активность которого была предварительно нарушена путем полного удаления SCN, то ритм его деятельности восстанавливается с новым периодом, соответствующим генотипу донора.

В нейронах супрахиазматического ядра частота спонтанных потенциалов действия увеличивается в течение дня и снижается ночью, как показано на рис. 16.12. За счет какого механизма устанавливается этот ритм? Этот вопрос был исследован на срезах SCN, поддерживаемых в культуре (органотипические срезы)71). Показано, что основным медиатором, используемым нейронами этого ядра, является ГАМК72). Ером и коллеги69) показали, что нейроны SCN в срезах отвечают на ГАМК деполяризацией и повышением частоты разрядов в течение дня (рис. 16.12А). Та же концентрация ГАМК, апплицированная

ночью, вызывает гиперполяризацию и снижение частоты разрядов (рис. 16.12В). Следовательно, как и в развиваюшейся ЦНС73), ГАМК может быть как возбуждающим, так и тормозным медиатором. Тип ответа зависит от уровня внутриклеточной концентрации хлора. Как описано в главе 5, если концентрация хлора внутри клетки низка, то хлорный потенциал равновесия (ЕCl) более отрицателен, чем потенциал покоя. Открывание ГАМК-чувствительных каналов позволяет ионам хлора входить в клетку и гиперполяризовать мембрану. С увеличением внутриклеточной концентрации хлора, ЕCl сдвигается в сторону более положительных, по сравнению с потенциалом покоя, значений. В результате ГАМК вызывает движение ионов хлора из клетки наружу и увеличивает деполяризацию (см. также Gribkoff et al. как альтернативную схему генерации ритма)74). Неизвестно, является ли изменение внутриклеточной концентрации хлора единственным механизмом, ответственным за генерацию ритма в нейронах SCN, и каков механизм, ответственный за изменения этой концентрации.

С помощью генетических методов были выявлены общие белки, которые в царстве животных связаны с периодичностью. Гены и белки, контролирующие циркадные ритмы, идентифицированы и клонированы у дрозофилы75). У многих видов два таких белка, известные как per (period, период) frq (frequency, частота), были обнаружены в пейсмекерных областях, таких как супрахиазматическое ядро. У мух выключение гена per приводит к исчезновению циркадного ритма. Последующее включение этого гена восстанавливает ритм76· 77). Хотя пока не выявлено прямых связей между регуляторными белками и уровнем внутриклеточного хлора, важно то, что теперь мы можем пытаться объяснить циркадные ритмы с точки зрения генов и ионных концентраций на хорошо установленных группах нейронов.

Выводы

·Вегетативная нервная система регулирует важнейшие функции всех внутренних органов и, в свою очередь, регулируется с помощью гормональных и сенсорных обратных связей.

·Парасимпатические эффекты более сфокусированы по сравнению с диффузными эффектами симпатической активации.

·АХ является основным медиатором, используемым для передачи в вегетативных ганглиях, в парасимпатических нервных окончаниях и в некоторых симпатических нервных окончаниях.

·Норадреналин является основным медиатором для большинства симпатических окончаний. К числу других медиаторов относится ацетилхолин, пептиды и АТФ.

·Одна и та же молекула (например, LHRH, называемая также GnRH) может действовать и как медиатор в синапсах, и как гормон в мозге.

·Анализ эффектов, вызываемых вегетативной нервной системой, сложен ввиду разнообразия рецепторов и большого числа пептидов и непептидных медиаторов.

·Адреналин выделяется в качестве гормона из мозгового слоя надпочечников в кровеносную систему, достигая рецепторов в клетках-мишенях, на которые не действует выделяемый из нервных окончаний медиатор.

·Гипоталамус является областью мозга, управляющей общей активностью вегетативной нервной системы, а также регулирующей секрецию гормонов.

·Гипоталамус, в свою очередь, подвержен влиянию высших центров ЦНС и гормонов.

Рекомендуемая литература

Обзоры

оArechiga, H. 1993. Orcadian rhythms. Curr. Opin. Neurobiol. 3: 1005-1010. о Brown, D. 1988. M-currcnts: An update. Trends Neuroscl. 11:294-299.

оBurnstock, G. 1993. Physiological and pathological roles of purines: An update. Drug Dev. Res. 28: 195-206.

оCooper, J. R., Bloom, F. E., and Roth, R. H. 1996. The Biochemical Basis of Pharmacology. Oxford University Press, New York.

оHall, J. С. 1995. Tripping along the trail to the molecular mechanisms of biological clocks. Trends Neurosci. 18: 230-240.

оJanig, W., and McLachlan, Ε. Μ. 1992. Characteristics of function-specific pathways in the sympathetic nervous system. Trends Neurosci. 15: 475-481.

оMarrion, N.V. 1997. Control of M-current. Annu. Rev. Physiol. 59: 483-504.

оMoore, R.Y. 1997. Circadian rhythms: Basic neu-robiology and clinical applications. Annu Rev. Med. 48: 253266.

оRang, H.P., Dale, M.M., and Ritter, J.M. 1999. Pharmacology, 4th Ed. Churchill Livingstone, Edinburgh, Scotland, Chapters 6-10.

оTosint, G., and Menaker, M. 1996. Circadian-rhythms in cultured mammalian retina. Science 272:419-421.

Статьи

оEwer, J., Rosbash, M., and Hall, J. C. 1998. An mduuble promoter fused to the period gene in Drosophila conditionally rescues adult per-mutant arrhythmicity. Nature 333: 82-84.

оHolman, M. E., Coleman, Η. Α., Tonta, Μ. Α., and Parkmgton, H.C. 1994. Synaptic transmission from splanchnic nerves to the adrenal medulla of guinea pigs. J. Physiol. 478: 115-124.

оKaufman, C. M., and Menaker, M. J. 1993. Effect of transplanting suprachiasmatic nuclei from donors of different ages into completely SCN lesioned hamsters. Neural Transplant Plasl. 4: 257-265.

оKuffler, S. W 1980. Slow synaptic responses in autonomie ganglia and the pursuit of a peptidergic transmitter. J. Exp. Biol. 89: 257-286.

оRalph, M. R., Foster, R., Davis, F. C, and Menaker, M. 1990. Transplanted suprachiasmatic nucleus determines circadian period. Science 247: 975-978.

оSelyanko, A.A., and Brown, D.A. 1996. Intracel-lular calcium directly inhibits potassium M channels in excised membrane patches from rat sympathetic neurons. Neuron 16: 151-162.

оSoto, F., Garcia-Guzman, M., and Stuhmer, W. 1997. Cloned ligand-gated channels activated by extracellular ATP (P2X receptors). J. Membr. Biol. 160: 91-100.

оUllian, E. M., Mclntosh, J. M., and Sargent, P. B. 1997. Rapid synaptic transmission in the avian ciliary ganglion is mediated by two distinct classes of nicotinic receptors. /. Neurosci. 17: 7210-7219.

оWagner, S.,Castel, M., Gainer, H., and Yarom, Y. 1997. GABA in the mammalian suprachiasmatic nucleus and its role in diurnal rhythmictty Nature 387: 598-603.

оWang, H. S., Pan, Z., Shi, W, Brown, B. S., Wymore, R. S., Cohen, I. S., Dixon, J. E., and McKinnon, D. 1998. KCNQ2 and KCNW potassium channel subunits: Molecular correlates of the M-channel. Science 282: 1890-1893.

оWray, S., Grant, P., and Gainer, H. 1989. Evidence that cells expressing luteinizing hormone-releasing hormone mRNA in the mouse are derived from progenitor cells in the olfactory placode. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 8132-8136.

Цитированная литература

1.Gabella, G. 1976. The Structure of the Autonomie Nervous System. Chapman and Hall, London.

2.Appenzeller, O. 1990. The Autonomie Nervous System: An Introduction to Basic and Clinical Concepts.

Elsevier, New York.

3.Broadley, K. J. \<)<)6.Autonomie Pharmacology. Taylor & Francis, London.

4.J. Auton. Nerv. Syst.

5.J. Auton. Pharmacol.

6.deGroat, W. C, et al. 1996. Prog. Brain Res. 107: 97-111.

7.Janig, W, and McLachlan, E. M. 1987. Physiol. Rev. 67: 1332-1404.

8. Gamlin, P. D., et al. 1998. Vision Res. 38: 3353-3358.

9.Taraskevich, P.S., and Douglas, W.W. 1984. Fed. Proc. 43: 2373-2378.

10.Refinetti, R., and Menaker, M. 1992. Physiol. Behav. 51: 613-637.

11.Inui, A. 1999. Trends Neurosci. 22: 62-67.

12.Douglas, W.W 1966. Pharmacol. Rev. 18:471-480.

13.McLachlan, E. M. (éd.). 1995. Autonomie Ganglia. Gordon and Breach, London.

14.Ullian, E.M., Mclntosh, J. M., and Sargent, P.B. 1997. J.Neurosci. 17: 7210-7219.

15. Sargent, P. B. 1993. Annu. Rev. Neurosci. 16: 403-443.

16.Kuffler, S. W 1980. /. Exp. Biol. 89: 257-286.

17.Jan, Y. N.. Jan, L. Y, and Kuffler, S. W 1980. Proc. Natl. Acad. Scl. USA 77: 5008-5012.

18.Holman, M. E., et al. 1994. J. Physiol. 478: 115-124.

19.Prud'homme, M.J., et al. 1999. Brain Res. 821: 141-149.

20.Kiyama, H., et al. 1993. Brain Res. Mol. Broin Res. 19: 345-348.

21.Adams, P. R., and Brown, D. A. 1980. Br. J. Phar-macol. 68: 353-355.

22.Adams, P. R., Brown, D.A., and Constant!, A. 1982. /. Physiol. 332: 223-262.

23.Brown, D. 1988. Trends Neunsci. 11: 294-299.

24.Jones, S. W., and Adams, P. R. 1987. In Neuro-modulation: The Biochemical Control of Neuronal Excitability. Oxford University Press, New York, pp. 159-186.

25.Marrion, N. V. 1997. Annu. Rev. Physiol. 59: 483-504.

26.Wang, H.S., et al. 1998. Science 282: 1890-1893.

27.Selyanko, A. A., et al. 1999. /. Neurosci. 19: 7742-7756.

28.Selyanko, A.A., and Brown, D.A. 1996. Neuron 16: 151-162.

29.Janig, W., and McLachlan, Ε. Μ. 1992. Trends Neurosci. 15: 475-481.

30.Ekstrom, J., Asztely, A., and Tobin, G. 1998. Ear. J. Morphol. 36 Suppl.: 208-212.

31.Zhang, Z., Evans, R. L., and Culp, D. J. 1998. Ear. J. Morphol. 36 Suppl.: 219-221.

32.Burnstock, G. 1993. Drug Dev. Res. 28: 195-206.

33.Guidry, G., and Landis, S.C. 1998. Dev. ВЫ. 199: 175-184.

34.Burnstock, G. 1995. /. Physiol. Pharmacol. 46: 365-384.

35.Burnstock, G., and Holman, M. E. 1961. /. Physiol. 155: 115-133.

36.Kasakov, L., et al. 1988. /. Autan. Nerv. Syst. 22: 75-82.

37.Soto, F., Garcia-Guzman, M., and Stiihmer, W. 1997. /. Membr. ВЫ. 160: 91-100.

38.Starling, Ε. Η. 1941. Starling's Principles of Human Physiology. Churchill, London.

39.Sato, T., et al. 1999. Am. J. Physiol. 276: H2251-H2261.

40.Raybould, H.E., et al. 1991. Adv. Exp. Med. ВЫ. 298: 109-127.

41.Morgan, C, deGroat, W.C., and Nadelhaft, I. 1986. /. Сотр. Neural. 243: 23-40.

42.Coleridge, H. M., and Coleridge, J. C. 1994. Respir. Physiol. 98: 1-13.

43. Obaid, A. L., et al. 1999. /. Neurosci. 19: 3073-3093.

44.Selverston, A., et al. 1998. Ann. N. Y. Acad. Sci. 860: 35-50.

45.Brooks, C. M. 1988. Brain Res. Bull. 20: 657-667.

46.Dellovade, T., et al. 1998. Gen. Сотр. Endocrinol. 112:276-282.

47.Harris, G. W., and Naftolin, F. 1970. Br. Med. Bull. 26: 3-9.

48.Harris, G. W., and Ruf, К. В. 1970. /. Physiol. 208: 243-250.

49.Rissman, E. F. 1996. Kol. Reprod. 54: 413-419.

50.Segovia, C.T., et al. 1996. Life Sci. 58: 1453-1459.

51.Wray, S., Grant, P., and Gainer, H. 1989. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 8132-8136.

52.Tarozzo, G., et al. 1998. Ann. N. Y. Acad. Sci. 839: 196-200.

53.Fueshko, S., and Wray, S. 1994. Dev. ВЫ. 166: 331-348.

54.Tarozzo, G., et al. 1995. Proc. R. Soc. Land. В 262: 95-101.

55.Cunningham, E. T., Jr., and Sawchenko, P. E. 1991. Trends Neurosci. 14:406-411.

56.Gainer, H., et al. 1986. Neuroendocrinology 43: 557-563.

57.Obaid, A. L., and Salzberg, B. M. 1996. /. Gen. Physiol. 107: 353-368.

58.Pohl, C. R., and Knobil, E. 1982. Annu. Rev. Physiol. 44: 583-593.

59.Moore, R.Y. 1997. Annu. Rev. Med. 48: 253-266.

60. Arechiga, H. 1993. Curr. Opin. Neurobiol. 3: 1005-1010.

61.Tosini, G., and Menaker, M. 1996. Science 272: 419-421.

62.Martinez de la Escalera, G., Choi, A. L. H., and Weiner, R. L. 1992. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 18521855.

63.Herzog, E. D., Takahashi, J. S., and Block, G. I. D. 1998. Nature Neurosci. 1: 708-713.

64.Boivin, D. В., et al. 1996. Nature 379: 540-542.

65.Borjigin, J., Li, X., and Snyder, S. H. 1999. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 39: 53-65.

66.Cassone, V. M. 1998. Chronobiol. Int. 15: 457-473.

67.Arechiga, H.,etal. 1993. Chronobiol. Int. 10: 1-19.

68.Kornhauser, J. M., Mayo, K. E., and Takahashi, J.S. 1996. Behav. Genet. 26: 221-240.

69.Ralph, M. R., et al. 1990. Science 247: 975-978.

70.Kaufman, C. M., and Menaker, M.J. 1993. Neural Transplant Plast. 4: 257-265.

71.Wagner, S., et al. 1997. Nature 387: 598-603.

72.Strecker, G. J., Wuarin, J. P., and Dudek, F. E. 1997. J.Neurophysiol. 78: 2217-2220.

73.Cherubini, E., Gaiarsa, J. L., and Ben-Ari, Y. 1991. Trends Neurosci. 14: 515-519.

74.Gribkoff, V. K., et al. 1999. /. Kol. Rhythms 14: 126-130.

75.Hall, J.C. 1995. Trends Neurosci. 18:230-240.

76.Zehring, W.A., et al. 1984. Cell 39: 369-376.

77.Ewer, J., Rosbash, M., and Hall, J. C. 1998. Nature 333: 82-84.

Глава 17. Трансдукция механических и химических стимулов

Интенсивность и временные параметры стимулов кодируются в виде рецепторных потенциалов, возникающих в чувствительных окончаниях сенсорных клеток. Рецепторные потенциалы могут быть деполяриэационными или гиперполяризационными; они возрастают по амплитуде с увеличением интенсивности раздражителя и достигают состояния насыщения при более высоких уровнях стимула. Во время длительного раздражения рецепторные потенциалы адаптируются, что проявляется в снижении их амплитуды. Адаптация может происходить как быстро, так и медленно. Она обусловлена механическими, электрическими или биохимическими процессами, происходящими в различных типах клеток. Рецепторы, которые адаптируются медленно, кодируют длительность стимула. Быстро адаптирующиеся рецепторы специализируются на выявлении изменений параметров раздражителя.

Трансдукция механических стимулов происходит в самых разнообразных сенсорных клетках, расположенных в коже, мышцах, связках и внутренних органах. Чувствительные волосковые клетки внутреннего уха являются примером механизма, за счет которого деформация преобразуется в электрические сигналы. Так, движение головы или звук, достигающий уха, отклоняет пучки волосков и вызывает открывание неселективных катионных каналов, что приводит к деполяризации. Во время продолжительного отклонения волосков каналы вновь закрываются в результате процессов адаптации, зависящих от кальция.

Обонятельные рецепторы состоят из реснитчатых рецепторных клеток, расположенных в носовой полости; их механизм трансдукции существенно отличается от механизма механотрансдукции. Обонятельные раздражители воздействуют на рецепторы, относящиеся к большому семейству рецепторов, сопряженных с G-белками. Возникающее в результате этого повышение концентрации циклического аденоэин-монофосфата (цАМФ) приводит к открыванию катионных каналов, а вызванная этим деполяризация, в свою очередь, генерирует потенциалы действия. Сходным образом, во вкусовых бугорках определенные вкусовые раздражители (аминокислоты, сахара и соединения с горьким вкусом) преобразуются мембранными рецепторами, связанными с G-белками. Как и в предыдущем случае, увеличение цАМФ вызывает открывание катионных каналов, и возникают потенциалы действия. Соли и кислоты (вещества с кислым вкусом) могут воздействовать непосредственно на ионные каналы в рецепторной клетке вкусового бугорка. Трансдукция в рецепторах, специфичных для восприятия болевых и температурных ощущений, включает как прямое воздействие на катионные каналы в чувствительных нервных окончаниях, так и активацию метаботропных рецепторов. В дополнение к этому, клетки в поврежденных тканях высвобождают вещества, сенситизирующие нервные волокна, проводящие болевую импульсацию.

Мы познаем физический мир благодаря нашим органам чувств. Мы протягиваем руку, чтобы коснуться ближайших объектов, либо воспринимаем сигналы, передаваемые на расстоянии. Сенсорные рецепторы — это ворота, через которые проходят эти сигналы. Уже в исходной точке рецепторы задают основу того сенсорного анализа, который впоследствии осуществляется центральной нервной системой. Они определяют пределы чувствительности и устанавливают диапазон сигналов, которые могут быть выявлены и на которые последует реакция. За редким исключением, каждый тип рецептора специализирован, чтобы избирательно реагировать лишь на энергию одного типа раздражителя, называемого адекватным стимулом. Палочки и колбочки сетчатки глаза реагируют на свет (глава 19), нервные окончания кожи — на прикосновение, давление или вибрацию, рецепторы языка — на химические вкусовые раздражители.

Стимул, какой бы модальности он ни был, всегда конвертируется (или трансдуцируется) в электрический сигнал, в рецепторный потенциал. В общем, сила и длительность любого раздражителя кодируются электрическими сигналами; распознавание центральной нервной системой модальности раздражителя и его местонахождения зависит от природы сенсорного окончания и его анатомического расположения. Таким образом, температурный рецептор, расположенный в ступне ноги, имеет свой собственный проводящий путь в нервную систему, совершенно иной, чем путь от вибрационного рецептора кисти руки, но в обоих аксонах сигналами являются пачки потенциалов действия различной частоты и длительности.

Для сенсорных сигналов характерна большая степень усиления на рецепторном уровне, так что даже очень небольшой внешний раздражитель способен запустить высвобождение накопленных на мембране зарядов, которые преобразуются в электрические потенциалы. Например, запахи, издаваемые всего лишь несколькими молекулами специфических пахучих веществ (феромонов) способны воздействовать на мотыльков как сексуальный аттрактант. Сходным образом, всего нескольких квантов света, уловленных рецепторами сетчатки, достаточно, чтобы вызвать зрительное ощущение. Такой же, близкой к пределу возможного, чувствительностью обладает и внутреннее ухо, способное различить механические смещения величиной всего 10–10 м1). Столь же замечательными свойствами обладают электрические рецепторы некоторых рыб, способные улавливать электрические поля в несколько нановольт на сантиметр2· 3). По мощности это меньше, чем поле, которое бы возникло, если два провода, подключенных к полюсам обычной батарейки для фотовспышки, погрузить в Атлантический океан, один в районе Бордо, а другой возле Нью-Йорка!

Сенсорные рецепторы имеют вполне определенный спектр стимулов, на которые они реагируют. Например, наши слуховые волосковые клетки могут реагировать на звук только в пределах полосы частот примерно от 20 до 20000 Гц. Реакция рецепторов нашей сетчатки на электромагнитное излучение сходным образом ограничена диапазоном длин волн примерно от 400 до 750 нанометров. Более коротковолновое (ультрафиолетовый свет) и более длинноволновое (инфракрасный свет) излучение глазом не воспринимается. Ограничения такого рода обычно не обусловлены неизбежными физическими пределами. Скорее, каждая система настроена на конкретную потребность организма: киты и летучие мыши могут слышать более высокие частоты; змеи могут воспринимать инфракрасное, а пчелы — ультрафиолетовое излучение. У собак и свиней чувство обоняния более утонченное, чем у людей.

Какие механизмы обеспечивают столь высокую чувствительность и избирательность рецепторных клеток сенсорных органов? В данной главе мы сосредоточимся на особенностях трансдукции механических и химических сенсорных стимулов. Чтобы описать механотрансдукцию, мы выбрали мышечные рецепторы растяжения и механорецептивные волосковые клетки внутреннего уха. Механизмы хемотрансдукции иллюстрируются обонятельными и вкусовыми рецепторами. Мы завершаем главу обсуждением ноцицепции, которая лежит в основе восприятия боли и сочетает в себе трансдукцию химических и механических стимулов. (Фототрансдукция в палочках и колбочках сетчатки описана отдельно в главе 19.)

§ 1. Кодирование стимулов механорецепторами

Короткие и длинные рецепторы

Рецепторный потенциал, генерируемый в процессе трансдукции стимула, отражает интенсивность и длительность исходного раздражителя. В некоторых рецепторах, таких как палочки и колбочки в сетчатке, которые не имеют длинных аксонов, рецепторные потенциалы распространяются пассивно, от чувствительной зоны клетки к ее синаптической зоне (рис. 17.1А). Такие рецепторы известны как короткие рецепторы. Переход информации от рецепторного конца к синаптическому концу клетки не требует участия потенциалов действия. В некоторых клетках пассивное распространение рецепторного потенциала может достигать удивительно отдаленных точек. Например, в механорецепторах некоторых ракообразных4) и пиявок5) и в фоторецепторах глаза морской уточки (barnacle) 6) рецепторный потенциал распространяется пассивно на расстояние нескольких миллиметров. В таких клетках сопротивление мембра-