Nikolls_-_Ot_neyrona_k_mozgu

Рис. 12.8. Предполагаемый механизм увеличения квантового содержания при ДВП.

Fig. 12.8. Proposed Mechanism for Increased Quantum Content during LTP. (A) Release of five quanta of glutamate from pre-synaptic boutons

(indicated by omega figures) activates only two postsynaptic spines (asterisks) because many spines contain по АМРА receptors (grey circles) and are "silent", fllus, the quantum content of the response is two, even though five quanta are released. NMOA receptors (blackrectan-gles) are activated only if depolarization is sufficient to remove magnesium block. (B) During LTP, AM PA receptors are inserted into the postsynaptic membranes of the spines and the quantum content of the response is increased to five, with no change in the number of quanta released.

мированы Маленка и Николл21). Например, иммуногистохимически было показано, что все синапсы, образованные коллатералями Шаффера и комиссуральными волокнами, содержат NMDA рецепторы, но только часть содержит также АМРА рецепторы39). Соответственно, в электрофизиологических экспериментах были показаны в большом количестве синапсы пирамидных клеток поля СА1, которые активировались только NMDA; АМРА ответы регистрировались только во время ДВП40· 41). Идея о появлении новых ответов в связи с появлением новых рецепторов в мембране поддержана наблюдением о том, что ДВП уменьшается при инъекции в постсинаптическую клетку соединений, затрудняющих слияние мембран, которое, как предполагается, происходит при встраивании новых рецепторов42).

В других экспериментах было показано, что после индукции ДВП на дендритах пирамидных клеток поля СА1 появляются новые шипики43). Потенциация синаптического ответа примерно на 80% сопровождается увеличением плотности распределения шипиков примерно на 13 %.

Текущая точка зрения на факторы, влияющие на индукцию и проявление ДВП, схематически показана на рис. 12.9. Примерно половина дендритных шипиков содержит в основном NMDA рецепторы, которые не отвечают на глутамат при потенциале покоя.

При достаточной деполяризации синапса ритмическая синаптическая активация приводит

квходу кальция. Входящий кальций связывается с кальмодулином. Комплекс Сакальмодулин активирует СаМКII, которая автофосфорилируется, превращаясь в форму, сохраняющую активность спустя долгое время после возвращения концентрации кальция

кначальному уровню. СаМКII оказывает двойной эффект на синаптическую передачу:

(1)фосфорилирует АМРА рецепторы в мембране, увеличивая их проводимость для ионов и увеличивая таким образом размер кванта;

(2)облегчает мобилизацию резервных АМРА рецепторов из цитоплазмы в плазматическую мембрану, поэтому больше постсинаптических сайтов доступно для активации квантами глутамата, высвобождаемого из терминали.

Представленная схема событий при ДВП усложняется разнообразными модулирующими влияниями, включающими более чем 100 разных молекул и рецепторов. Обсуждение этого можно найти в обзорах21, 22).

Пресинаптическая ДВП

Несмотря на то, что идея о постсинаптическом механизме ДВП подтверждена экспериментально, существуют давно известные

Рис. 12.9. Предлагаемый механизм ДВП.

Fig. 12.9. Proposed Mechanism for LTP. Activation of NMDA receptors allows calcium entry into the spine, activating CaMKIL which undergoes autophosphorylation, thereby maintaining its own activity after calcium concentration has returned to normal. CaMKII phosphorylates AMPA receptors already present in the postsynaptic membrane and/or promotes the insertion of new receptors from a reserve pool. (After Malenka and Nicoll, 1999.)

и убедительные свидетельства по крайней мере частичного пресинаптического механизма проявления ДВП. Одним из таких примеров является группа синапсов, образованных мшистыми волокнами гранулярных клеток зубчатой фасции с пирамидами поля САЗ гиппокампа. В этих синапсах было обнаружено, что ДВП может быть вызвана при блокаде NMDA рецепторов и даже при полном отсутствии постсинаптических ответов45), что предполагает чисто пресинаптическую природу ДВП. Последующие эксперименты все-таки показали увеличение концентрации постсинаптического кальция в этих нейронах29). Оказалось, что и увеличение концентрации кальция, и ДВП зависят от активации метаботропных глутаматных рецепторов (глава 10) и могут быть блокированы ингибиторами цАМФ-зависимой протеинкиназы, что позволяет предположить происхождение увеличенного внутриклеточного кальция из внутриклеточных депо.

Можно предположить, что ДВП в синапсе между мшистыми волокнами и пирамидами поля СА3 все же постсинаптического происхождения, но опосредована метаботропными рецепторами. Однако существует наблюдение, которое не позволяет сделать такой вывод: ДВП в этом синапсе сопровождается ослаблением фасилитации В большинстве центральных синапсов при нанесении двух пресинаптических стимулов с небольшим интервалом (около 50 мс) постсинаптический ответ на второй стимул существенно облегчается. Механизм этой так называемой фасилитации на парный импульс такой же, как и в нервно-мышечном синапсе, то есть увеличение количества квантов медиатора, высвобождаемых из пресинаптической терминали. Учитывая, что фасилитация уменьшается, когда увеличивается средний квантовый состав (см. рис. 12.2), то уменьшение фасилитации, которое сопровождает ДВП в разбираемом случае, предполагает увеличение квантов, выделяемых из пресинаптической терминали. В любом случае, изменение фасилитации говорит о пресинаптических процессах. Этот критерий был описан как указывающий на пресинаптический механизм ДВП во многих синапсах46)--49).

Пресинаптическое проявление ДВП в ответ на активацию метаботропных постсинаптических рецепторов предполагает наличие ретроградного посредника в синапсе. Одним из кандидатов в такие посредники является оксид азота (NO), который может быть синтезирован в постсинаптической клетке и быстро диффундирует в окружающую ткань (см. главу 10).

Долговременная депрессия

Долговременная депрессия (ДВД) синаптической передачи, противоположная по знаку ДВП, была впервые показана в синапсах между коллатералями Шаффера и пирамидами поля СА150). ДВД была позже показана в других областях мозга, таких как поле СА3 гиппокампа, зубчатая фасция, различные области новой коры и в мозжечке51). Гомосинаптическая ДВД представляет собой длительную депрессию синаптической передачи, вызванную предшествующей ритмической активностью этого же входа (рис. 12.10А). ДВП можно вызвать разными последовательностями стимулов, например, длительной низкочастотной (1-5 стимулов/секунду в течение 5-15 минут), низкочастотной стимуляцией парными импульсами, короткой высокочастотной стимуляцией (50-100 ст/с в течение 1-5 с). В коллатералях Шаффера гомосинаптическая ДВД блокируется антагонистами NMDA рецепторов52· 53), равно как и гиперполяризацией пирамидной клетки и постсинаптической инъекцией хелаторов кальция48). Однако в других областях мозга антагонисты NMDA не оказывали эффекта: напротив, все

Рис. 12.10. Типы долговременной депрессии, классифицированные в соответствии с условиями стимуляции. Символы отмечают потенциацию (+) или депрессию (-) синаптического ответа после кондиционирующей стимуляции.

Fig. 12.10. Types of Long Term Depression, classified according to stimulus conditions. Symbols indicate potentiation

(+) or depression (-) of the synaptic response after the conditioning stimuli. (A) Homosynaptic LTD is produced by prolonged low-frequency stimulation of the same afferent pathway. (B) Heterosynaptic LTD is produced by tetanic stimulation of a neighboring pathway, which may itself be potentiated after the stimulus train. (C) Associative LTD is produced by low-frequency stimulation of the test pathway, together with brief out-of-phase tetani applied to the conditioning pathway. (D) LTD in the cerebellum is produced by coordinate low-frequency stimulation of the climbingfiber (CF) and parallel-fiber (PF) inputs to Purkinje cells. (After Linden and Connor, 1995.)

данные указывают на вовлечение метаботропных глутаматных рецепторов46).

Гетеросинаптическая ДВД представляет собой длительную депрессию синаптической передачи, вызванную предшествующей активностью в другом афферентном входе этой же клетки (рис. 12.10В). Эта форма ДВД вначале была описана как коррелят гомосинаптической ДВП, вызванной в синапсах коллатералей Шаффера с пирамидами поля СА145). В этих опытах индукция ДВП в одних входах приводила к депрессии других рядом расположенных входов. Позднее, в хронических отведениях от синапсов между волокнами перфорантного пути и клетками зубчатой фасции было показано, что такая депрессия может длиться несколько дней54). На острых препаратах Гетеросинаптическая ДВД длится часы55). Это явление зависит от внеклеточного кальция56) и сопровождается повышением концентрации внутриклеточного кальция57). В гиппокампе ДВД зависит от активации NMDA рецепторов46), но может быть вызвана постсинаптической деполяризацией без активации NMDA рецепторов52). В зубчатой фасции ДВД блокируется блокаторами кальциевых каналов L-типа58).

Ассоциативная ДВД наблюдается при протоколах стимуляции, аналогичных тем, при которых вызывается ассоциативная ДВП. Совпадающая во времени слабая и сильная стимуляция двух входов приводит к ослаблению слабого входа (рис. 12. 10С). Существенным отличием ДВД от ДВП является то, что сочетаемые стимулы могут быть не синфазны. Как и при ассоциативной ДВП, деполяризация постсинаптического нейрона может служить заменой синаптической стимуляции59). Оценивая эксперименты на гиппокампе в целом, следует признать, что опубликованные данные по выработке ассоциативной ДВД на гиппокампе противоречивы и во многих случаях применяются специальные сложные протоколы

стимуляции — например, предшествующая стимуляция ("priming") стимулами с тэта-частотой (5ст/с)43).

ДВД в мозжечке

ДВД убедительно показана в коре мозжечка. Клетки Пуркинье коры мозжечка получают возбуждающий вход от двух источников (глава 22): параллельные волокна, происходящие от клеток-зерен, широко дивергирутот и образуют большое количество синапсов на вторичных и третичных дендритах; лиановидные волокна образуют эффективные синапсы на теле и проксимальных дендритах. Передатчиком

в параллельных волокнах служит глутамат, и в их синапсах есть метаботропные и AM РА рецепторы. Передатчик, выделяемый лиановидными волокнами, окончательно не идентифицирован. В мозжечке взрослых животных NMDA рецепторы не обнаружены46· 60· 61).

Наиболее подробно ДВД в мозжечке была изучена Ито с соавторами62). В своих экспериментах эта группа авторов применяла низкочастотную (1-4/с) парную стимуляцию параллельных и лиановидных волокон в течение 5 минут (рис. 12.10D). Последующие ответы на стимуляцию параллельных волокон были ослаблены в течение нескольких часов. Кроме того, когда аппликация глутамата на дендриты сочеталась со стимуляцией лиановидных волокон, последующие ответы на глутамат также были ослаблены, что предполагает опосредование этого эффекта постсинаптической мембраной. Надежной демонстрации ДВД в интактном животном получить не удалось, однако на переживающих срезах и в культуре ткани мозжечка это явление показано убедительно63· 64).

На этих препаратах было показано, что деполяризация клетки Пуркинье, вызывающая кальциевые потенциалы действия в дендритах (глава 7), может служить заменой стимуляции лиановидного волокна для индукции ДВД65· 66). Однако ни стимуляция лиановидного волокна, ни внутриклеточная деполяризация в отдельности не были эффективны для индукции ДВД: всегда была необходима коактивация глутаматных рецепторов, вызванная либо стимуляцией параллельных волокон, либо прямой аппликацией глутамата. В случае стимуляции параллельных волокон ДВД оказалась входоспецифична, то есть ослаблены были только стимулировавшиеся входы. Индукция ДВД предотвращается введением хелаторов кальция в постсинаптическую клетку67). Значительное накопление кальция наблюдается после стимуляции лиановидных волокон68).

Индукция ДВД

Условия возникновения ДВД могут значительно варьировать в зависимости от области мозга. Как следствие этого, оказалось трудно выделить факторы, приводящие к возникновению ДВД. Разные схемы приводятся в разных обзорных статьях51· 60· 61). Наиболее постоянным фактором является то, что ДВД, как и ДВП, зависит от постсинаптического накопления кальция. В нейронах гиппокампа кальций входит в основном через NMDA рецепторы, хотя гетеросинаптическая ДВД может быть вызвана только деполяризацией без активации рецепторов и ослабляется блокадой кальциевых каналов L-типа. Это предполагает, что когда локальная деполяризация и вход кальция через NMDA рецепторы вызывает ДВП активированного входа, распространение деполяризации на соседние синаптические области клетки вызывает ДВП через активацию потенциалзависимых кальциевых каналов и вход кальция. В других областях мозга концентрация свободного кальция увеличивалась после активации глутаматом метаботропных глутаматных рецепторов, что приводило к инозитол-3- фосфат-опосредованному выбросу кальция из внутриклеточных депо (глава 10). В клетках Пуркинье мозжечка, в которых отсутствуют NMDA рецепторы, вход кальция опосредован потенциалзависимыми кальциевыми каналами, которые участвуют в генерации дендритных потенциалов действия. Почему накопление кальция вызывает ДВП в одних случаях и ДВД в других? В настоящее время нет четкого ответа на этот вопрос, хотя есть некоторое различие в достигаемых концентрациях — относительно большая концентрация кальция вызывает ДВП, меньшая концентрация вызывает ДВД. Соответствует этой точке зрения наблюдение на клетках поля СА1: стимул, вызывающий слабую ДВП при нормальной наружной концентрации кальция, вызывает ДВД после уменьшения наружной концентрации53).

Системы вторичных посредников, опосредующие ДВД

Происходящие в клетке процессы, связывающие сравнительно небольшое увеличение концентрации кальция с ДВД, пока не очень ясны. Как и при ДВП, блокаторы кальмодулина блокируют гомосинаптическую ДВД69). Показано, что ДВД отсутствует в нокаутных по гену СаМКII мышах. Кроме того, гомосинаптическая ДВД блокируется постсинаптическим введением блокаторов протеин-фосфатаз.

Индукция ДВД в мозжечке происходит только при одновременной активации метаботропных и АМРА глутаматных рецепторов. Так как активация лиановидных волокон может вызвать значительный вход кальция через потенциалзависимые каналы, трудно предполагать, что основная роль активации метаботропных рецепторов заключается в увели-

чении внутриклеточной концентрации кальция через активацию 1Р3-чувствительных депо. Более вероятным представляется путь активации протеин-киназы С (ПКС), что подтверждается данными о блокаде ДВД в мозжечке блокаторами ПКС. Вход ионов натрия через АМРА рецепторы также может играть роль в индукции ДВД, так как замена внеклеточного натрия на литий или цезий также блокирует ДВД70).

В нескольких работах на переживающих срезах мозжечка показана роль оксида азота (NO) в индукции и поддержании ДВД, однако в других исследованиях не удалось продемонстрировать роль NO. Оказалось, что NO-синтаза, необходимая для продукции NO, полностью отсутствует в клетках Пуркинье.

Проявление ДВД

Уменьшение постсинаптической чувствительности является основой проявления ДВД. Кроме уже отмеченного ослабления чувствительности к аппликации глутамата, отмечено уменьшение амплитуд миниатюрных ВПСП71)--73). Эти изменения сопровождаются дефосфорилированием GluR1 субъединицы АМРА рецепторов74), что подразумевает уменьшение проводимости одиночных каналов. Более того, во время проявления ДВД на клетках гиппокампа в культуре отмечено уменьшение количества АМРА рецепторов на постсинаптической мембране67). Таким образом, механизмы, известные для проявления ДВД, являются обратными механизмам ДВП. Безусловно, обсужденные свойства ДВД подвержены разнообразным модулирующим влияниям.

Кроме того, как и для ДВП, существуют признаки участия пресинаптических механизмов: во многих случаях уменьшение амплитуды синаптического потенциала сопровождается увеличением фасилитации на парный импульс75· 76).

Значение изменений синаптической эффективности

Обсужденные в настоящей главе явления представляют собой основу способности нервной системы регулировать синаптическую эффективность в интервалах от десятков миллисекунд до нескольких дней. Как эти механизмы используются при функционировании нервной системы и их относительное значение в основном неизвестны. Наибольший интерес представляют собой два описанных вида потенциации. Пресинаптическая по происхождению ПТП длится десятки минут в цилиарном ганглии и часы в нервно--мышечном соединении позвоночных животных при значительном повышении концентрации ионов кальция в пресинаптической терминали. Такая высокая концентрация легко достижима в небольших пресинаптических бляшках с большим соотношением поверхность/объем. Возможно, что часть несоответствий, возникающих при попытках классифицировать ДВП как пресинаптическое или постсинаптическое явление, связано именно с тем фактом, что в некоторых синапсах может быть значительное временное перекрытие ПТП и ДВП, что не позволяет отделить эти два явления в экспериментах, длящихся всего несколько часов.

Пока нет строгих доказательств участия изменений синаптической эффективности в процессах обучения и памяти, хотя большинство нейробиологов принимает это как исходный постулат, что активизирует исследование механизмов ПТП и ДВП. Интерес усиливается тем, что оба этих явления обладают свойством, постулированным Дональдом Хеббом как необходимым для ассоциативного обучения77) — увеличение синаптической эффективности происходит при коактивации пресинаптических и постсинаптических элементов. На современном научном языке синапсы с такими свойствами называют синапсами Хебба.

Достаточно надежно показана корреляция между пространственным обучением и ДВП на нейронах срезов гиппокампа78)--80). Например, оба этих явления могут быть блокированы антагонистами NMDA рецепторов или метаботропных глутаматных рецепторов либо блокаторами кальций/кальмодулин-зависимой протеинкиназы. Однако природа поведенческого дефицита, вызванного блокадой, не всегда ясна. Например, при действии антагонистов NMDA рецепторов у крыс наблюдается общие сенсомоторные нарушения, которые влияют на решение задач по ориентации в водном лабиринте (что предполагает нарушение обучения), но крысы легко справляются с задачей, если до начала эксперимента они были ознакомлены с обстановкой проведения обучения81). Таким образом, NMDA--опосредованная ДВП не является необходимым требованием для этой задачи. Сходные

неясности отмечены в экспериментах с удалением генов: некоторые из генов, которые необходимы для ДВП, необходимы для пространственного обучения, некоторые нет82).

Накопилось много данных, подтверждающих гипотезу о том, что ДВП в миндалине может быть субстратом для аверзивного обуславливания ("fear conditioning"). Получавшие сочетания электрошока и звука крысы демонстрируют усиленный оборонительный рефлекс на звук. Параллельно с этим ответ клеток миндалины на электрическое раздражение внутреннего коленчатого тела (передающего звуковую информацию) увеличен83· 84). Соответственно, индукция ДВП в этих же синапсах с помощью электрической стимуляции приводит к увеличению ответов на звуковые стимулы68). Оба эффекта блокируются антагонистами NMDA рецепторов85· 86). В заключение можно сказать, что хотя безоговорочной связи между ДВП и пространственным обучением не установлено, ДВП может играть роль в более дискретных актах обучения, таких как классическое обуславливание.

Выводы

·Короткие периоды синаптической активации могут приводить к фасилитации, депрессии или усилению выброса медиатора, или к комбинации этих эффектов.

·Фасилитация исчезает за несколько сотен миллисекунд; синаптическая депрессия и усиление длятся несколько секунд.

·Фасилитация связана с длительным увеличением концентрации кальция в цитоплазме пресинаптической терминали.

·Продолжительная ритмическая стимуляция приводит к посттетанической потенциации (ПТП) выброса медиатора, которая может длиться десятки минут и также опосредована увеличением концентрации кальция в пресинаптической терминали.

·Во многих областях нервной системы ритмическая стимуляция может приводить к долговременной потенциации (ДВП) или долговременной депрессии (ДВД) синаптической передачи.

·Изменения синаптической эффективности при ДВП и ДВД могут быть гомосинаптическими, то есть затрагивающими только стимулируемый вход, или гетеросинаптическими, затрагивающими соседние синапсы; гетеросинаптические изменения могут быть ассоциативными, то есть требующими координированной активности синаптических входов.

·Возникновение ДВП связано с повышением концентрации кальция в постсинаптической клетке и обусловлено как встраиванием новых рецепторов в постсинаптическую мембрану, так и увеличением чувствительности рецепторов.

·Возникновение ДВД также связано с повышением концентрации кальция в постсинаптической клетке и обусловлено уменьшением количества и чувствительности рецепторов.

·ДВП и ДВД могут вызывать изменения выброса медиатора из пресинаптической терминали.

·Хотя существуют корреляции между возникновением ДВП и ДВД и изменениями поведения при обучении, причинно-следственной связи между этими длительными изменениями синаптической эффективности и образованием памяти не установлено.

Рекомендуемая литература

Обзоры

оDaniel, H., Levenes, С„ and Krepcl, F. 1998. Cellular mechanisms of cerebellar LTD. Trends Neurosci. 21: 401407.

оLinden, D. J., and Conner, J. A. 1995. Long-term synaptic depression. Annu. Rev. Neurosci. 18: 319-357.

оMalenka, R.C., and Nicoll, R.A. 1999. Long-term potentiation—A decade of progress? Science 285: 1870-1874.

Статьи

оBarrionuevo, G., and Brown, T. H. 1983. Associative long-term potentiation in hippocampal slices. Proc Nail. Acad. Sci. USA 80: 7347-7351.

оBliss, T.V. P., and Luimo, T. 1973. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate of the anesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol. 232: 331-356.

оdelCastillo, J , and Katz, В. 1954. Statistical factors involved in neurornuscular facilitation and depression. J. Physiol. 124: 574-585.

оIto, M., Sakurai, M., and Tongroach, P. 1982. Climbing fibre induced depression of both mossy fibre responsiveness and glutamate sensitivity of cere-bellar Purkinje cells. J. Physiol. 324: 113-134.

оMalinow, R., and Tsien, R. W. 1990. Presynaptic enhancement shown by whole-cell recordings of long-term potentiation in hippocampal slices. Nature 346: 177-180. [12]

оMallart, A., and Martin, A. R. 1967. Analysis of facilitation of transmitter release at the neuromuscular junction of the frog. J. Physiol. 193: 679-697.

оShi, S. H., Hayashi, Y., Petralia, R. S., Zaman, S.H., Wemhold, R.J., Svoboda, K., and Malinow, R. 1999. Rapid spine delivery and redistribution of AMPA receptors after synaptic NMDA receptor activation. Science 284: 18111816.

оWeinrich, D. 1970. Ionic mechanisms of post-tetanic potentiation at the neuromuscular junction of the frog. J. Physiol. 212: 431-446.

оZengel, J. E., and Magleby, K. L. 1982. Augmentation and facilitation of transmitter release. A quantitative description at the frog neuromuscular junction. У. Gen. Physiol. 80: 582-611.

Цитированная литература

1.Mallart, Α., and Martin, A. R. 1967. /. Physiol. 193: 679-697.

2.del Castillo, J., and Katz, B. 1954. У. Physiol. 124: 574-585.

3.Dudel, J., and Kuffler, S. W. 1961. J. Physiol. 155: 543-562.

4.Kuno, M. 1964. J, Physiol. 175: 100-112.

5.Wernig, A. 1972. У. Physiol. 226: 751-759.

6.Mallart, A., and Martin, A. R. 1968. J. Physiol. 196: 593-604.

7.Redman, R. S., and Siltnsky, E. M. 1994. У. Physiol. 477: 117-127.

8.Katz, В., and Miledi, R. 1968. /. Physiol. 195: 481-492.

9.Martin, A.R., and Pilar, G. 1964. /. Physiol. 175: 16-30.

10.Stewart, R. R., Adams, W. В., and Nicholls, J. G. 1989. J. Exp. Biol. 144: 1-12.

11.Parnas, H., Parnas, I., and Segel, L.A. 1990. Int. Rev. Neurobiol. 32: 1-50.

12.Magleby, K. L., and Zengel, J. E. 1976. /. Physiol. 257: 449-470.

13.Zengel, J. E., and Magleby, K. L. 1982. J. Gen. Physiol. 80: 582-611.

14.Rosenthal, J. L. 1969. J. Physiol. 203: 121-133.

15.Weinreich, D. 1970. У. Physiol. 212: 431-446.

16.Nussinovitch, I., and Rahamimoff, R. 1988. У. Physiol. 396: 435-455.

17.Tang, Y.-G., and Zucker, R.S. 1997. Neuron 18: 483-491.

18.Bliss, T.V.P., and Lomo, T. 1973. J. Physiol. 232: 331-356.

19.Baxter, D.A., Bittner, G. D., and Brown, Т.Н. 1985. Proc. Nail. Acad. Sci. USA 82: 5978-5982.

20.Andersen, P., et al. 1977. Nature 266: 736-737.

21.Malenka, R. C, and Nicoll, R.A. 1999. Science 285: 1870-1874.

22.Barrionuevo, G., and Brown, T. H. I983. Proc. Nail. Acad. Sci. USA 80: 7347-7351.

23.Nowak, L, et al. 1984. Nature 307: 462-465.

24.Mayer, M. L.,Westbrook, G. L., and Guthrie, P. B. 1984. Nature 309: 261-263.

25.Takumi, Y, et al. 1999. Ann. N. Y. Acad. Sci. 868: 474-481.

26.Collingridge, G. L., Kehl, S. J., and McClennan, H. 1983. /. Physiol. 334: 33-46.

27.Muller, D., Joly, M., and Lynch, G. 1988. Science 242: 1694-1697.

28.Lynch, G., et al. 1983. Nature 304: 719-721.

29.Yeckel, M. F., Kapur, A., and Johnston, D. 1999. Nature Neurosci. 2: 525-633.

30.Malenka, R.C., et al. 1988. Science 242: 81-84.

31.Schulman, H. 1995. Curr. Opin. Neurobiol. 5: 375-381.

32.Malenka, R.C., et al. 1989. Nature 340: 554-557.

33.Malinow, R., Schulman, H., and Tsien, R. W. 1989. Science 245: 862-866.

34.Suva, A. J., et al. 1992. Science 257: 501-506.

35.Malinow, R., and Tsien, R.W. 1990. Nature 346: 177-180.

36.Bekkers, J. M., and Stevens, C. F. 1990. Nature 346: 724-729.

37.Reid, C.A., and Clements, J.D. 1999. J.Physiol. 518(pt. 1): 121-130.

38.Shi, S.H., et al. 1999. Science 284: 1811-1816.

39.Takumi, Y., et al. 1999. Nature Neurosci. 2: 618-624.

40.Liao, D.. Hessler, N.A., and Malinow, R. 1995. Nature 375: 400-404.

41.Isaac, J.T.R., Nicoll, R.A., and Malenka, R.C. 1995. Neuron 15: 427-434.

42.Lledo, P. M., et al. 1998. Science 279: 339-403.

43.Engert, F, and Bonhoeffer, T. 1999. Nature 399' 66-70.

44.Sanes, J. R., and Lichlman, J. W. 1999. Nature Neurosci. 2: 597-604.

45.Zalutsky, R. A., and Nicoll, R. A. 1990. Science 248: 1619-1624.

46.Maren, S., and Fanselow, M. S. 1995. /. Neurosci. 15:7548-7564.

47.Rogan, M.T., and LeDoux, J. E. 1995. Neuron 15: 127-136.

48.Castro-Alamancos, Μ. Α., and Calcagnotto, M. E. 1999. /. Neurosci. 19: 9090-9097.

49.Voronin, L. L., Rossokhin, A. V, and Sokolov, M.V. 1999. Neurosci. Behav. Physiol. 29: 347-354.

50. Lynch, G. S., Dunwid'die, T., and Gribkoff, V. 1977. Nature 266: 737-739.

51.Linden, D.J., and Conner, J.A. 1995. Annu. Rev. Neurosci. 18:319-357.

52.Dudek, S. M., and Bear, M. F. 1992. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 4363-4367.

53.Mulkey, R. M., and Malenka, R. C. 1992. Neuron 9: 967-975.

54.Krug, M., et al. 1985. Brain Res. 360: 264-272.

55.Colbert, C. M., Burger, B. S., and Levy, W. B. 1992. Brain Res. 571: 159-161.

56.Christofi, G., et al. 1993. /. Neuropliysiol. 69: 219-229.

57.Barry, M. F., et al. 1996. Hippocampus 6: 3-8.

58.Christie, B. R., and Abraham, W. C. 1994. Neurosci. Lett. 167:41-45.

59.Debanne, D., and Thompson, S. M. 1996. Hippocampus 6: 9-16.

60.Levenes, C, Daniel, H., and Crepel, F. I998. Prog. Neurobiol. 55: 79-91.

61.Daniel, H., Levenes, C, and Krepel, F. 1998. Trends Neurosci. 21: 401-407.

62.Ito, M., Sakurai, M., and Tongroach, P. 1982. /. Physiol. 324: 113-134.

63.Sakurai, M. 1987. /. Physiol. 394: 463-480.

64.Hirano, T. 1990. Neurosci. Lett. 119: 141-144.

65.Crepel, F., and Jaillard, D. 1991. /. Physiol. 432: 123-141.

66.Hirano, T. 1990. Neurosci. Lett. 119: 145-147.

67.Sakurai, M. 1990. Proc. Nail. Acad. Sci. USA 87: 3383-3385.

68.Ross, W. N.. and Werman. R. 1987. /. Physiol. 389: 319-336.

69.Mulkey, R. M., Herron, C. E., and Malenka, R. C. 1993. Science 261: I05I-I055.

70.Linden, D.J., Smeyne, M., and Connor, J.A. 1993. Neuron 10: 1093-1100.

71.Oliet, S., Malenka, R.C., and Nicoll, R.A. 1996. Science 271: 1294-1297.

72.Carrol, R. C., et al. I999. Nature Neurosci. 2: 454-460.

73.Murashima, M., and Hirano, T. I999. /. Neurosci. 19: 7326-7333.

74.Lee, H.-K., et al. 1998. Neuron 21: II5I-II62.

75.Berretta, N., and Cherubini, E. 1998. Ear. J. Neurosci. 10: 2957-2963.

76.Domenici, M. R., Berretta, N., and Cherubini, E. 1998. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 8310-8315.

77.Hebb, D. Ο. Ι949. The Organization of Behavior. Wiley, New York.

78.Izquierdo, I., and Medina, J. H. 1995. Neurobioi. Learn. Mem. 63: 19-32.

79.Martinez, J. L., Jr., and Derrick, B. E. 1996. Annu. Rev. Psycho/. 47: 173-203.

80.Elgersma, Y, and Silva, A.J. 1999. Curr. Opin. Neurobiol. 9: 209-213.

81.Cain, D. P. 1998. Neurosci. Biobehav. Rev. 22: 181-193.

82.Holscher, C. 1999. /. Neurosci. Res. 58: 62-75.

83.Rogan, M. T., Staubil, U. V., and LeDoux, J. E. 1997. Nature 390: 604-607.

84.McKernan, M. G., and Shinnick-Gallagher, P. 1997. Nature 390: 607-611.

85.Miserendino, M. J., et al. I990. Nature 345: 716-718.

86.Fanselow, M.S., and Kim, J.J. 1994. Behav. Neurosci. 108: 210-212.

Глава 13. Клеточная и молекулярная биохимия синаптической передачи

В химических синапсах нейроны высвобождают нейропептиды и низкомолекулярные медиаторы, такие как ацетилхолин. Низкомолекулярные медиаторы синтезируются в аксонных окончаниях (терминалях). Существует целый ряд механизмов, которые обеспечивают хранение медиаторов в синаптических пузырьках (везикулах), быстрое изменение активности ферментов, осуществляющих синтез медиаторов, и долговременные изменения количества молекул этих ферментов в терминалях. Эти механизмы регулируются в соответствии с потребностями клеток высвобождать необходимое количество медиатора. Нейропептиды синтезируются и включаются в пузырьки в теле клетки, затем транспортируются в аксон к месту хранения и высвобождения.

Синаптические пузырьки и другие органеллы переносятся по направлению к терминали (антероградный транспорт) и обратно к телу клетки (ретроградный транспорт) быстрым аксонным транспортом. Медленным аксонным транспортом переносятся цитоплазматические белки и компоненты цитоскелета аксонов от тела клетки к терминали.

Высвобождение медиатора из синаптических пузырьков происходит по механизму экзоцитоза. Экзоцитоз — высококонсервативный процесс, включающий перемещение пузырьков по направлению к мембране и слияние везикулярной и клеточной мембран, как у дрожжей, так и у мух и у человека. В нервных терминалях белки синаптического пузырька связываются с белками пресинаптической мембраны, образуя комплекс, который удерживает пузырек, готовый к выбросу медиатора. Ионы кальция, входящие в терминаль, связываются с белками этого комплекса и способствуют слиянию везикулярной и пресинаптической мембран и экзоцитозу.

Рецепторы нейромедиатора сконцентрированы на мембране постсинаптической клетки непосредственно под нервной терминалью. Белки цитоскелета и мембранные белки удерживают рецептор и создают субмембранную упорядоченную структуру, с которой связано функционирование внутриклеточных сигнальных белков.

Финальный шаг химической синаптической передачи — удаление медиатора из синаптической щели. Низкомолекулярные медиаторы либо распадаются после высвобождения, либо захватываются глиальными клетками или аксонными терминалями, где они переупаковываются в пузырьки и снова выбрасываются в синаптическую щель. Нейропептиды удаляются путем диффузии. Химические вещества, которые оказывают влияние на распад медиатора или его захват, могут оказывать воздействие на процесс передачи сигнала. Это доказывает, что процессы удаления нейромедиатора из синаптической щели играют важную роль в синаптической передаче.

Процесс выяснения биохимических основ синаптической передачи вначале был очень медленным. Через шестьдесят лет после того, как идея химической синаптической передачи была впервые предложена Эллиотом в 1904 году1), только три вешества — ацетилхолин, норадреналин и γ-аминомасляная кислота — были безоговорочно идентифицированы как нейромедиаторы. Рецепторы этих медиаторов были просто классифицированы на основании их фармакологических свойств: никотиновые или мускариновые для ацетилхолина, α- или β- адренергические для норадреналина. В последние несколько десятилетий произошел взрыв количества биохимических исследований нервной системы, что стало следствием концептуальных и технологических достижений биохимии и генетики. В результате этого более 50 веществ были предложены в качестве нейротрансмиттеров. Были установлены структура белка и молекулярные механизмы деятельности рецепторов нейромедиа-

торов (главы 2 и 3) и охарактеризованы пути, по которым медиаторы осуществляют или модулируют синаптическую передачу (главы 9 и 10).

В этой главе мы сфокусируем внимание на белках и органеллах, которые осуществляют синтез медиаторов, их хранение, высвобождение и удаление из синаптической шели (рис. 13.1). Хотя многие из этих процессов были описаны в нервной ткани, некоторые из них были впервые охарактеризованы в совершенно других условиях. Ярким примером являются белки, участвующие в высвобождении медиатора, функция которых была установлена на основании их роли в процессах транспорта в аппарате Гольджи и секреции в клетках дрожжей.

§ 1. Нейромедиаторы

Идентификация медиаторов

Пионерские эксперименты Лэнгли, Леви, Фельдберга и Дейла установили, что ацетилхолин является нейротрансмиттером в нервно-мышечном соединении скелетной мускулатуры позвоночных и в автономных ганглиях (глава 9). Определяющие работы Кеннона, фон Эйлера и Перта показали, что норадреналин является медиатором, высвобождающимся из симпатических нейронов2), а Флори, Куффлер, Кравитц и их коллеги открыли, что γ- аминомасляная кислота является тормозным медиатором в нервно-мышечном контакте ракообразных3). В этих исследованиях были использованы легко доступные периферические синапсы, в которых возможно избирательно стимулировать пресинаптический аксон, регистрировать внутриклеточную активность постсинаптической клетки, апплицировать химические вещества на пресинаптическую мембрану с помощью микропипетки и собирать высвобождающийся медиатор. Таким образом было показано, что молекула, которая, возможно, является медиатором, была синтезирована пресинаптической клеткой, хранилась в аксонной терминали, выделялась вследствие стимуляции нерва и воспроизводила эффекты эндогенного трансмиттера в физиологических и фармакологических тестах.

В отличие от таких периферических структур, отделы центральной нервной системы содержат разные типы нейронов, которые общаются друг с другом. Это сильно усложняет идентификацию медиаторов. К счастью, клетки, использующие один и тот же трансмиттер, иногда сгруппированы вместе, а их аксоны проходят в виде пучков к хорошо известным отделам. Это дает возможность стимулировать известные популяции аксонов и собирать медиатор, который они выделяют. Такие эксперименты могут быть сделаны на интактной ЦНС с использованием, например, микродиализа4 5) или push-pull канюли6· 7) для перфузии мест скопления синапсов. В других случаях могут быть использованы срезы ткани ЦНС толщиной примерно 100 мкм для того, чтобы стимулировать определенные нервные тракты, осуществляя при этом запись активности постсинаптических клеток. Срезы можно культивировать in vitro, на них можно апплицировать медиаторы через микропипетку и

собирать перфузат8) или использовать чрезвычайно чувствительные амперометрические методы9).

Были разработаны и другие методы идентификации трансмиттеров и визуализации распределения клеток, которые их выделяют, в синапсах ЦНС. Они будут описаны в главе 14. Многие из этих методов основа-