Добавил:
ivanov666
Опубликованный материал нарушает ваши авторские права? Сообщите нам.
Вуз:
Предмет:
Файл:Фармакологическая оценка и использование лекарственных средств на основе производных ароксиалканкарбоновых кислот в ветеринарии и животноводстве. Моно
.pdf
Таблица 27
Гематологические показатели коров, больных серозным
маститом, до и после лечения гинодиксином
Показатель
Гемоглобин, г/л
Эритроциты, 1012/л
Лейкоциты, 109/л
Общий белок, г/л
Кальций, ммоль/л
Фосфор неорганический,
ммоль/л
Щелочной резерв, об.% СО
Каротин, мкмоль/л
Витамин Е, мкмоль/л
Альбумины, %
Альфа-глобулины, %
Бета-глобулины, %
Гамма-глобулины, %
АлАТ, ммоль/ч · л
АсАТ, ммоль/ч · л
Мочевина, ммоль/л
2
опытная контрольная
100,19±2,51
105,38±3,78
4,49±0,29
4,83±0,40
6,43±0,86
5,05±0,80
70,09±7,64
69,72±2,95
3,04±0,03
2,88±0,04
2,34±0,09
2,25±0,07
40,64±0,44
40.14±0,50
1,51±0,12
1,51±0,21
3,36±0,09
3,36±0,15
44,14±0,86
45,54±0,95
14,67±0,63
14.72±0,39
27,18±0,65
25.67±0,56
14,02±0,97
14,07±0,7
0,48±0,03
0,44±0,05**
0,35±0,07
0,34±0,03 *
4,58±0,33
4,58±0,31
Группа
103,44±4,33
107,52±4,51
5,16±0,49
5,02±0,2
6,48±0,83
5,65±0,93
66,56±6,64
72,52±4,51
2,95±0,07
2,99±0,03
2,32±0,07
2.25±0,05
40,22±0,53
39.59±0,17
1,51±0,15
1,5±0,13
3,12±0,2
3,36±0,23
45,46±0,94
43,06±0,74
14,43±0,25
14,92±0,45
26,45±0,54
27,05±0,33
13,70±0,29
15,02±0,58*
0,44±0,05
0,47±0,02**
0,3±0,01
0,32±0,04*
4,27±0,19
4,27±0,23
Примечание: В знаменателе – после лечения, в числителе – до
лечения.
*Р < 0,05; ** Р < 0,01.
121
Терапевтическая эффективность лечения гинодиксином при серозном и субклиническом мастите составила
100 %, серозно-катаральном – 89,44 %. В контрольных
группах показатели были значительно ниже и составили:
при лечении субклинического мастита – 98 %, серознокатарального – 84,61, серозного – 87,5 %. Эффективность
лечения различных форм мастита в опытных группах
в среднем увеличилась на 2–12,5 %. Результаты анализа
сыворотки крови больных серозным маститом коров указывают на соответствие морфологических и биохимических показателей у коров опытной и контрольной групп
физиологической норме (табл. 27).
Как показали исследования, в сыворотке крови у коров опытной группы после лечения достоверно снизилась активность ферментов (АлАТ, АсАТ). Это указывает
на нормализацию показателей функционального состояния печени и отсутствие цитолитического действия гинодиксина на гепатоциты.
Таким образом, применение препарата эффективно
при лечении серозного, серозно-катарального и субклинического мастита. Терапевтический эффект применения
гинодиксина при серозном и субклиническом мастите
составляет 100 %, серозно-катаральном – 89,44 %. Гинодиксин можно одновременно использовать при лечении
эндометрита и мастита у коров.
Терапевтическую эффективность гинодиксина в производственных условиях при субклиническом мастите
у коров изучали в 11 хозяйствах на поголовье 1060 животных: СПК «Колхоз Коминтерн», ЗАО «Крутишинское»,
ЗАО «Кубанское», АОЗТ «Инское», АОЗТ «Чупино»,
колхоз им. Пушкина, СПК «Луговской», ЗАО «Раздольное», ЗАО «Искитимский», ЗАО «Полевод» Новосибирской области, ЗАО «Тобол» Тюменской области.
122
При серозном мастите испытания проводили в 8 хозяйствах Новосибирской области на 808 животных: СПК
«Колхоз Коминтерн», ЗАО «Крутишинское», ЗАО «Кубанское», АОЗТ «Инское», колхоз им. Пушкина, СПК
«Луговской», ЗАО «Раздольное», ЗАО «Искитимский».
Коров опытных групп лечили гинодиксином, который вводили в сосковый канал с помощью катетера или
через канюлю стеклянного шприца после предварительной дезинфекции соска один раз в сутки в дозе 10 мл.
Коровам контрольных групп применяли внутрицистернальное введение антибактериальных препаратов (мастицид, мастисан А, мастисан Е), руководствуясь «Рекомендациями по борьбе с маститом коров» (МСХ СССР, 1985).
Проведенные испытания показали, что терапевтичекая эффективность гинодиксина при субклиническом
мастите составляет 98,5 ± 1,21 % при продолжительности лечения 2,63 ± 0,22 дня, в контроле 95,76 ± 3,56 %
и 3,05 ± 0,23 дня соответственно. При серозном мастите лечебная эффективность гинодиксина составила
97,04 ± 2,56 %, продолжительность лечения – 3,24 ± 0,15
дня, других средств терапии – 87,59 ± 4,23 % при сроке
выздоровления животных – 3,46 ± 0,19 дня.
Препарат удобен в применении, не требует дополнительных манипуляций перед введением (нагревание,
встряхивание и т. д.).
123
4.1. Применение биостила в ветеринарии
и животноводстве
4.1.1. Токсикологическая характеристика биостила
Острая токсичность. Опыты по определению
острой токсичности биостила были проведены на 75 беспородных белых мышах массой 19–21 г и 28 белых беспородных крысах массой 110–120 г.
Белые мыши были разделены на две группы по 50
и 25 голов. Животным 1-й группы биостил вводили в желудок в дозах 50, 45, 40, 35, 30, 25, 20, 15, 10, 5 мл/кг
массы тела. Белым мышам 2-й группы препарат вводили
подкожно в дозах 5, 10, 15, 20, 25 мл/кг массы тела. На
каждую дозу использовали 5 мышей.
Крысам препарат вводили в желудок в дозах, превышающих терапевтическую в 5, 10, 20, 30 раз (0,1; 0,5; 1,0;
1,5 мл/кг массы тела), и подкожно в дозах, превышающих
терапевтическую в 5, 10, 20 раз (0,1; 0,5; 1,0 мл/кг массы тела). На каждую дозу использовали по 4 белых беспородных крысы. За лабораторными животными велись
ежедневные клинические наблюдения в течение 10 дней.
ЛД
для белых мышей при введении в желудок опре-
50
деляли по методу Кербера, используя формулу
ЛД
= ЛД
50
– ∑ (Z D) : m, (5)
100
где D – интервал между каждыми двумя последующими
дозами;
Z – половина числа животных, павших от двух после-
дующих доз;
m – число животных на каждую дозу;
∑ – сумма.
Величину стандартной ошибки для ЛД
определяли
50
с помощью формулы
124
/,
SKSd n
=
ËÄ
50
(6)
где S – стандарт распределения, определяемый по форму-
ле S = (ЛД
84 – ЛД16
) : 2;
K – постоянный множитель, равный 0,564;
d – интервал между испытываемыми дозами;
n – число животных в группе.
ЛД16, ЛД
определяли графическим способом. За
84
опытными и контрольными животными вели ежедневные
клинические наблюдения в течение 10 дней. Полученные
данные представлены в табл. 28 и графически (рис. 4).
При введениии в желудок биостила в дозах 5–15 мл/кг
массы тела (0,1–0,3 мл/гол.) все белые мыши оставались
живыми, заметных изменений в клиническом состоянии
не наблюдали.
Таблица 28
Острая токсичность биостила для белых мышей
при введении в желудок
Доза,
мл/кг
мл/гол
0,1
10
0,2
15
0,3
20
0,4
25
0,5
30
0,6
35
0,7
40
0,8
45
0,9
5
Число пав-
ших мышей,
гол.
0 5 0 0,1 0
0 5 0 0,1 0
0 5 0,5 0,1 0,05 0
1 4 2,0 0,1 0,2 20
3 2 3,0 0,1 0,3 60
3 2 3,5 0,1 0,35 60
4 1 4,0 0,1 0,4 80
4 1 4,5 0,1 0,45 80
5 0 - 100
Число вы-
живших
мышей, гол.
Z D ZD
Смертность,
%
125
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
5 10 15 20 25 30 35 40 45
Смер тность, %
До за , мг/ кг
Рис. 4. Острая токсичность биостила для белых мышей
при введении в желудок
При введении доз от 20 до 45 мл/кг смертность составила 20–100 % в зависимости от вводимой дозы. Гибель
мышей наступала в зависимости от количества вводимого препарата через 10–15 мин или через 18–20 ч после
введения. У выживших мышей снижалась двигательная
активность и тактильная чувствительность, нарушалась
координация движений. У 50 % мышей восстановление нарушенных функций происходило через 1,5–24 ч,
у остальных – через 24–72 ч. На вскрытии павших мышей
обнаружены острая застойная гиперемия и отек легких,
венозный застой в печени, почках, селезенке, гиперемия
сосудов головного мозга, метеоризм толстого отдела кишечника и желудка, слабо выраженная гиперемия слизистой оболочки тонкого отдела кишечника. Слизистая
оболочка толстого отдела кишечника и желудка анемична. ЛД
биостила составила 27,00 ± 0,37, ЛД
50
– 19, ЛД
16
84
–
43 мл/кг массы тела.
При введении препарата подкожно в испытуемых дозах (5–25 мл/кг массы тела) изменение в клиническом
состоянии животных отмечали при введении его в дозе
126
0,5 мл (25 мл/кг). Через 15 мин после введения у мышей
наблюдали снижение двигательной активности, понижение тактильной чувствительности, нарушение координации движений. Через 4–5 ч клиническое состояние приходило в норму.
Введение испытуемых доз препарата в желудок
крысам не сопровождалось их гибелью и отклонениями в клиническом состоянии. Поведенческие реакции
(двигательная активность, возбудимость, реактивность,
агрессивность) соответствовали норме.
Таким образом, биостил оказывает токсическое влияние на белых мышей при введении в желудок в дозах,
превышающих оптимальную терапевтическую (0,05
мл/кг массы тела) в 400 раз и более. ЛД
биостила соста-
50
вила 27,00 ± 0,37 мл/кг массы тела. Препарат не токсичен
для белых мышей при подкожном введении в дозах 5–20
мл/кг. Препарат не токсичен для белых беспородных
крыс при введении в желудок и подкожно в дозах, превышающих рекомендованную терапевтическую в 5–30 раз.
Субхроническая токсичность. В работе по определению субхронической токсичности использовали белых
мышей. Препарат вводили в желудок 60 мышам массой
тела 18–20 г по следующей схеме: в 1–4-й день – 0,1 ЛД50,
5–8-й – 0,15 ЛД50, 9–12-й – 0,225 ЛД50, 13–16-й – 0,338 ЛД50,
17–20-й – 0,507 ЛД50, 21–24-й – 0,76 ЛД50. Опыт проводили в течение 24 суток с последующим наблюдением
за животными в течение 10 дней. Результаты опыта приведены в табл. 29.
Многократное введение дозы, равной 0,1–0,34 ЛД50
не сопровождалось отклонениями в физиологическом состоянии белых мышей. При введении дозы, равной 0,51 ЛД50,
в 57 % случаев наблюдали кратковременное угнетение
и снижение двигательной активности в течение от 30 мин
127
до 3 ч после введения препарата. Многократное введение
дозы, равной 0,76 ЛД50, сопровождалось гибелью 25 %
белых мышей.
Таблица 29
Показатели субхронической токсичности биостила
Доза
Суточная доза, мл/кг 2,7 4,05 6,21 9,18 13,77 20,52
Доза ЛД
Суммарная за 4 дня,
мл/кг
Суммарная по периодам введения, мл/кг
Смертность, % 0 0 0 0 0 25
50
1–4 5–8 9–12 13–16 17–20 21–24
0,1 0,15 0,23 0,34 0,51 0,76
10,8 16,2 24,84 36,72 55,08 82,08
27 51,84 88,56 143,64 225,72
Дни ведения
Хроническая токсичность. Изучение хронической
токсичности препарата проводилось на лабораторных
животных: 30 белых мышах, 18 крысах-самцах линии
Вистар и 25 здоровых телятах черно-пестрой голштинизированной породы 1-, 3-, 5-дневного возраста. Опыты
на телятах проводили в условиях хозяйства. Схема опыта
представлена в табл. 30.
Было сформировано 3 группы мышей-подростков
по 10 голов в каждой, массой 11–12 г. Животным 1-й
группы препарат вводили в желудок ежедневно в течение 30 дней в дозе, превышающей терапевтическую для
телят (0,5 мл/10 кг массы тела) в 5 раз, животным 2-й
группы – в 10 раз. Перед введением биостил разводили
дистиллированной водой следующим образом: 20 мл
препарата растворяли во флаконе вместимостью 100 мл,
доводя объем до метки дистиллированной водой. Мышам 1-й группы препарат вводили в желудок по 0,5 мл,
2-й – по 0,1 мл. Контрольной группе животных препарат
не вводили.
128
Таблица 30
Схема опытов по изучению хронической токсичности биостила
Вид жи-
вотного
Белые
мыши
(n = 30)
Белые
крысы
(n = 18)
Телята
(n = 25)
1-я
опытная
В желудок
в течение
30 дней
по 0,25
мл/кг массы тела
В желудок
в течение
30 дней
по 0,25
мл/кг
В желудок
в течение
30 дней
по 0,05
мл/кг массы тела
2-я
опытная
В желудок
в течение
30 дней
по 0,5
мл/кг массы тела
В желудок
в течение
30 дней по
0,5 мл/кг
В желудок
в течение
30 дней
по 0,25
мл/кг массы тела
Группа
3-я
опытная
- -
- -
Подкожно
в течение
10 дней
по 0,05
мл/кг массы тела
4-я
опытная
Подкожно
в течение
10 дней
по 0,25
мл/кг массы тела
контроль
Биостил
не получали
Биостил
не получали
Биостил
не получали
Животные опытных и контрольной группы находились в одинаковых условиях кормления и содержания.
В период опыта у мышей оценивали динамику массы
тела путем контрольных взвешиваний с периодичностью
7 дней в течение 2 мес. На 30-й день опыта оценивали
физиологическое состояние и динамическую активность
белых мышей (поведенческие реакции, аппетит, норковый рефлекс, вертикальную двигательную активность).
У 5 мышей из каждой группы определяли детоксицирующую функцию печени с помощью гексеналовой пробы
(Розин, 1964), основанной на определении длительности
гексеналового сна. Гексенал вводили внутрибрюшинно
в дозе 80 мг/кг массы тела через 1, 5 и 24 ч после последнего введения биостила. Одновременно гексенал инъецировали контрольной группе белых мышей.
129
Крысы были разделены на 3 группы: две опытные
и одну контрольную по 6 голов в каждой. В 1-й опытной группе крыс биостил вводили в желудок в течение 30
дней в дозе, превышающей терапевтическую для телят
(0,05 мл/кг массы тела) в 5 раз, во 2-й опытной ‒ в 10 раз
в течение такого же периода. Крысы контрольной группы
препарат не получали. На 30-й день опыта у крыс опытных и контрольной групп проводили гематологические
исследования с определением общепринятыми методами
гематологических показателей: эритроцитов, гемоглобина, лейкоцитов. Биохимические показатели сыворотки
крови определяли следующими методами: общий белок ‒ рефрактометрическим методом, альбумины ‒ нефелометрическим, креатинин ‒ цветной рекцией Яффе,
мочевину – диацетилмонооксимовым методом, АсАТ,
АлАТ – методом Райтмана-Френкеля. Для патолого-анатомического исследования кусочки внутренних органов
белых крыс фиксировали в 10 %-м растворе формалина,
срезы получали по общепринятой методике, окрашивали
гематоксилин-эозином.
В 1-й опытной группе телят препарат вводили в терапевтической дозе 0,05 ‒ мл/кг массы тела, во 2-й в пятикратной дозе ‒ 0,25 мл/кг массы тела орально в течение 30
дней. Телятам 3-й и 4-й опытных групп биостил вводили
подкожно в течение 10 дней в дозе 0,05 и 0,25 мл/кг массы тела соответственно. Контрольным телятам-аналогам
препарат не вводили. За животными велись ежедневные
клинические наблюдения. Пробы для гематологических
исследований у телят 1-й и 2-й опытных групп брали до
введения препарата, на 15-й, 30-й дни опыта и через 5
дней после окончания введения препарата. У телят 3-й
и 4-й опытных групп взятие крови осуществляли до опыта, на 10-й день опыта и через 5 дней после окончания
130
Соседние файлы в предмете [НЕСОРТИРОВАННОЕ]