Добавил:
ivanov666
Опубликованный материал нарушает ваши авторские права? Сообщите нам.
Вуз:
Предмет:
Файл:Фармакологическая оценка и использование лекарственных средств на основе производных ароксиалканкарбоновых кислот в ветеринарии и животноводстве. Моно
.pdf
При гистологическом исследовании паренхимы вымени коров, взятой из долей через 48 ч после введения
препарата и контрольных долей, выявили сходную гистологическую картину. Морфологическая структура вымени сохранена. Альвеолы и внутридольковые выводные
протоки покрыты цилиндрическим и кубическим эпителием. Высота эпителия различна, ядра крупные, расположены в центре или на периферии. Некоторые альвеолы
расширены и переполнены эозинофильно окрашенным
секретом, в других его содержится значительно меньше.
Междольковая ткань без особенностей.
На основании проведенных исследований установили, что препарат не обладает раздражающим и сенсибилизирующим действиями. У животных не было выявлено
патологических изменений на поверхности кожи. Физиологический раствор натрия хлорида на участках кожи
контрольных и опытных животных резорбировался в течение 56–57 мин.
Таблица 14
Показатели развития потомства белых мышей после введения
гинодиксина в дозе 1,4 мл/кг массы тела
Показатель
1 2 3
Продолжительность беременности,
дней
Мертворождения, % 0 0
Количество мышат в помете 8 8
Средняя масса родившихся мышат
к 14-му дню жизни, г
Сохранность в постнатальном периоде
к 14-му дню, %
Число прозревших мышей
к 14 дневному возрасту, %
опытная контрольная
21 ± 1,03 21 ± 2,95
6,57 ± 0,65 6,17 ± 0,42
Группа
100 95
87,5 80,3
91
Влияние препарата на воспроизводительную функ-
цию животных. Токсический эффект в отношении ре-
продуктивной функции был изучен на двух поколениях
белых мышей (масса тела 18–20 г). В течение 30 дней
самцы и самки содержались раздельно и получали гинодиксин в дозе, превышающей терапевтическую в 5 раз
(1,4 мл/кг массы тела). Препарат вводили внутрибрюшинно. По истечении указанного срока особей спаривали и следили за появлением потомства и его развитием
(табл. 14).
На 21–22-й дни после спаривания в опытной и контрольной группах белых мышей появилось потомство от
пяти самок (по 40 мышат в каждой группе). В 14-дневном возрасте в опытной группе остались в живых все мышата, в контрольной – 38 мышат. У дочернего потомства
опытной группы приплод появился на 2–3 дня раньше.
Таким образом, гинодиксин не оказывает отрицательного влияния на воспроизводительную способность
белых мышей.
3.2.2. Фармакокинетика гинодиксина
Опыты проводили на коровах черно-пестрой породы. Для проведения эксперимента были набраны четыре группы коров по 5 голов в каждой. Коровам 1-й и 2-й
групп гинодиксин вводили внутрицистернально по 10
мл: в 1-й группе однократно, во 2-й – один раз в день после утреннего доения в течение 5 дней. Коровам 3-й и 4-й
групп препарат вводили по 100 мл внутриматочно: в 3-й
группе – однократно, в 4-й один раз в день в течение 7
дней после утреннего доения.
Кровь, молоко и мочу для анализа брали до введения
и через 2, 6, 12, 24, 48, 72, 96 ч после последнего введения
92
препарата. Содержание гинодиксина в биологических
жидкостях оценивали по концентрации в них активнодействующих веществ, используя спектрофотометрический метод с построением калибровочных кривых.
Спектрофотометрический анализ проводили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 375 нм (диоксидин) и 197 нм (ТОАОК).
Подготовку проб для анализа осуществляли общепринятыми методами, описанными в работах Е. Н. Падейской
(1984), В. П. Шуклина и др. (2000). Для построения калибровочных кривых готовили разведения диоксидина в молоке, моче и стабилизированной гепарином крови в концентрации 1 мг/мл. После окончательного растворения
диоксидина в биосубстратах молоко и мочу трижды фильтровали через обычный бумажный фильтр, кровь центрифугировали при 3000 об/мин в течение 10 мин после предварительного осаждения трихлоруксусной кислотой.
На следующем этапе для каждого раствора диоксидина в биологическом субстрате готовили разведения в дистиллированной воде. Для этого в мерные колбы вместимостью 50 см 3 вносили соответственно 0,025; 0,05; 0,1;
0,2; 0,3; 0,4; 0,5 см 3 разведения (0,5; 1,0; 3,0; 4,0; 5,0; 6,0;
7,0; 8,0; 9,0; 10,0 мкг/мл), доводили объём до метки дистиллированной водой. В полученных растворах определяли оптическую плотность и строили график.
Определение диоксидина в опытных образцах крови,
молока и мочи проводили после их предварительной обработки таким же способом, как и при построении калибровочных кривых. Разведение каждого биологического
субстрата готовили следующим образом: 1 см 3 молока,
или мочи, или крови помещали в колбу объёмом 50 см 3
доводили объём до метки и измеряли оптическую плотность на СФ-46 при 375 нм. Раствором сравнения служи-
93
ли пробы, не содержащие диоксидин, которые обрабатывали аналогичным образом.
Чувствительность определения оценивали эмпирическим путем. Готовили разведения диоксидина от
0,1 до 1,0 мкг/мл, определяли оптическую плотность
и минимальную концентрацию, которую удавалось измерить данным методом. Чувствительность составила
0,5 мкг/мл, абсолютная чувствительность в пробах объёмом 100 мл – 50 мкг.
Установлено, что после обработки биологических
проб, содержащих диоксидин, в них определяется диоксидина: в крови – 75–80, молоке – 93–95, моче – 94–96 %.
Определение ТОАОК проводили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 197 нм. Предварительно
проведенными исследованиями установили степень извлечения ТОАОК из биологических жидкостей. Степень
экстракции ТОАОК из молока составила 93–95 %, из крови – 80–82, мочи – 95–96 %. Чувствительность определения, установленная опытным путем, составила 0,5 мкг/мл.
Для построения калибровочных кривых готовили
разведения ТОАОК в молоке, моче и стабилизированной
гепарином крови в концентрации 3 мг/мл. После окончательного растворения ТОАОК в биосубстратах молоко
и мочу трижды фильтровали через обычный бумажный
фильтр, кровь центрифугировали при 3000 об/мин в течение 10 мин после предварительного осаждения трихлоруксусной кислотой.
На следующем этапе для каждого раствора ТОАОК
в биологическом субстрате готовили разведения в дистиллированной воде. Для этого в мерные колбы вмести-
3
мостью 50 см
вносили соответственно 0,05; 0,1; 0,15; 0,2;
0,25; 0,3; 0,35; 0,4; 0,5 см 3 разведения, доводили объём до
метки дистиллированной водой. В полученных растворах определяли оптическую плотность и строили график.
94
Определение АДВ в опытных образцах крови, молока
и мочи проводили после их предварительной обработки
таким же способом, как и при построении калибровочных кривых. Разведение каждого биологического субстрата готовили следующим образом: 1 см 3 молока, мочи
или крови помещали в колбу объёмом 100 см 3, доводили объём до метки и измеряли оптическую плотность на
СФ-46 при 197 нм. Раствором сравнения служили пробы,
не содержащие препарат, которые обрабатывали аналогичным образом.
Установлено, что после однократного интрацистернального введения АДВ гинодиксина выявляются в максимальной концентрации в молоке через 2 ч; в последующем их концентрация снижается с незначительными
колебаниями, сохраняясь в пределах чувствительности
метода к 24 ч после введения. Через 48, 72 и 96 ч АДВ
после внутрицистернального введения не определяются
в биологических субстратах (табл. 15, 16).
Таблица 15
Фармакокинетика диоксидина в крови, молоке и моче после
однократного внутрицистернального введения гинодиксина
Периоды
исследования, ч
До введения 0 0 0
2 1,28 ± 0,09 56,71 ± 7,34 3,25 ± 0,53
6 1,13 ± 0,12 6,55 ± 1,13 1,16 ± 0,22
12 0,71 ± 0,03 3,15 ± 0,82 0,75 ± 0,03
24 0,18 ± 0,03 0,58 ± 0,03 0,21 ± 0,02
48 0 0 0
72 0 0 0
96 0 0 0
Содержание диоксидина, мкг/мл
кровь молоко моча
После многократного интрацистернального введения
концентрация АДВ изменялась в такой же закономерности, как и после однократного введения, что указывает на
отсутствие кумулятивного эффекта препарата.
95
Таблица 16
Динамика концентрации ТОАОК в крови, молоке
и моче после однократного внутрицистернального введения
гинодиксина
Периоды
исследования, ч
До введения 0 0 0
2 2,46 ± 0,85 5,27 ± 0,42 2,63 ± 0,13
6 1,73 ± 0,56 4,48 ± 1,01 1,11 ± 0,18
12 1,38 ± 0,56 2,65 ± 0,87 0,57 ± 0,03
24 0,76 ± 0,03 1,26 ± 0,12 0,28 ± 0,02
48 0 0 0
72 0 0 0
96 0 0 0
Содержание ТОАОК, мкг/мл
кровь молоко моча
При однократном и многократном внутриматочном
введении гинодиксина наиболее высокая концентрация
АДВ определяется в моче. Снижение концентрации происходит в течение 24 ч (до 99 %).
Следует отметить, что концентрация ТОАОК в крови
и молоке снижается значительно медленнее, остаточные
колиества определяются через 48 ч после внутриматочного введения (табл. 17, 18).
Таблица 17
Фармакокинетика диоксидина в крови, молоке и моче
после однократного внутриматочного введения гинодиксина
Периоды
исследования, ч
До введения 0 0 0
2 1,88 ± 0,18 29,7 ± 9,63 412,4 ± 21,11
6 1,26 ± 0,10 6,59 ± 0,56 23,67 ± 2,61
12 0,84 ± 0,09 2,49 ± 0,21 3,8 ± 0,32
24 0,27 ± 0,05 0,18 ± 0,02 0,58 ± 0,04
48 0 0 0
72 0 0 0
96 0 0 0
Содержание диоксидина, мкг/мл
кровь молоко моча
96
Таблица 18
Динамика концентрации ТОАОК в крови, молоке и моче
после однократного внутриматочного введения гинодиксина
Периоды
исследования, ч
До введения 0 0 0
2 21,38 ± 3,36 16,54 ± 2,13 65,11 ± 5,21
6 6,84 ± 0,97 14,53 ± 1,12 11,84 ± 1,64
12 1,56 ± 0,18 7,56 ± 0,93 3,16 ± 0,18
24 0,98 ± 0,06 1,72 ± 0,19 0,85 ± 0,05
48 0,17 ± 0,03 0,21 ± 0,02 0
72 0 0 0
96 0 0 0
Содержание ТОАОК, мкг/мл
кровь молоко моча
На основании полученных данных можно сделать
вывод о том, что гинодиксин при однократном и многократном интрацистернальном и внутриматочном введении в терапевтических дозах кумулятивным эффектом
не обладает и выводится из организма в течение 48–72 ч.
Срок возможного использования молока в пищевых целях составляет не менее 3 суток после последнего введения гинодиксина. Молоко, полученное от коров во время
лечения и ранее указанного срока, используют в корм животным после кипячения. Убой животных на мясо разрешается не ранее чем через 5 суток после последнего
введения лекарственного средства. Мясо животных, вынужденно убитых во время лечения гинодиксином и до
истечения указанного срока, может быть использовано
для производства мясокостной муки или в корм плотоядным животным.
3.2.3. Спектр антимикробного действия гинодиксина
Антимикробную активность гинодиксина определяли методом серийных разведений. Рабочие разведения
97
гинодиксина готовили путем последовательных двукратных разведений в 2 мл мясопептонного бульона (МПБ).
В полученные разведения высевали по 0,2 мл полевых
или референтных штаммов культур микроорганизмов
с концентрацией 1 млн микробных клеток в 1 мл среды.
В рабочих пробирках концентрация составляла 100 тыс.
микробных тел в 1 мл. Параллельно ставили контроли
на чистоту культуры и качество питательной среды. Минимальная бактериостатическая концентрация (МБсК)
соответствовала средней арифметической из суммы концентрации гинодиксина в пробирке, где отсутствует рост,
и количества гинодиксина в последующей пробирке, где
отмечен рост культуры. Минимальную бактерицидную
концентрацию (МБцК) определяли путем высева из пробирок с прозрачной средой на плотные питательные среды (МПА), не содержащие препарат.
Оценку терапевтической эффективности полученных различных МБсК гинодиксина проводили в сравнении с рабочей концентрацией активнодействующего
вещества препарата, вносимого в биотоп (эндометрий,
эпителий молочных протоков). По данным А. П. Красильникова, А. А. Адарченко (1992), препарат-антисептик обладает клиническим эффектом в том случае, если
МБсК меньше его рабочей концентрации в 2–4 раза и более. Рабочая концентрация диоксидина в препарате, наносимом на слизистые оболочки (эндометрий, эпителий
молочных протоков), составляет 2,5 мг/мл.
Параллельно определяли дифференцирующую концентрацию клинической чувствительности/устойчивости
референтных штаммов, полевых культур и их ассоциаций к гинодиксину путем деления рабочей концентрации
на степень снижения концентрации за рекомендуемое
время экспозиции в биотопах слизистых или полостей.
98
Степень снижения концентрации за рекомендуемое время экспозиции в биотопах неповрежденной кожи равна
2, в биотопах слизистых, полостей, ранах – 4. С учетом
этого к клинически чувствительной относили микрофлору, рост которой на средах подавляется ¼ или меньшей
частью рекомендуемой для терапии рабочей дозы антисептика, наносимого на слизистую оболочку; к клинически устойчивой – микрофлору, которая растет на средах
с такой и более высокой концентрацией. Полученные результаты представлены в табл. 19.
Таблица 19
Антимикробная активность гинодиксина, мкг/мл
Культура микроорганизмов МБсК МБцК
Референтные штаммы культур микроорганизмов
Staphylococcus aureus
АТСС 6538
E. coli АТСС 25922
Pseudomonas aeruginosa
АТСС 6643
Bacillus subtilis вариант L
Условно-патогенная микрофлора, выделенная при послеродовом
гнойно-катаральном эндометрите коров
Streptococcus pyogenes
Salmonella dublin
Ассоциация: стрептококки,
стафилококки, диплококки
Ассоциация: E. coli, протей
Ассоциация: стрептококки,
стафилококки, диплококки,
E. coli, Bacillus subtilis, протей
Условно-патогенная микрофлора, выделенная
Стрептококки 117 156 21,37
Стафилококки 230 312 10,87
Ассоциация: стрептококки,
стафилококки, диплококки,
клостридии, коринебактерии
2
при серозном мастите у коров
468 625 5,34
117 156 21,37
58 78 43,10
117 156 21,37
117 156 21,37
230 312 10,87
937 1025 2,47
117 156 21,37
58 78 43,10
468 625 5,34
Рабочая концен-
трация / МБсК
99
Установлено, что препарат обладает широким спектром антимикробного действия в отношении испытанных референтных штаммов микроорганизмов и полевых культур, выделенных при эндометрите и мастите
коров. Минимальная бактериостатическая концентрация
в отношении референтных штаммов культур составила
58–468, полевых культур – 58–937 мкг/мл. Минимальная
бактерицидная концентрация проявлялась в концентрациях, превышающих МБсК в 1,5 раза.
МБсК гинодиксина в несколько раз ниже рабочей
концентрации. В отношении испытанных референтных
штаммов МБсК меньше в 5–43 раза, полевых культур и их
ассоциаций – в 2–43 раза. Все испытанные референтные
штаммы и полевые культуры обладали клинической чувствительностью к гинодиксину. Наиболее чувствительны
Pseudomonas aeruginosa АТСС 6643, E. coli АТСС 25922,
Bacillus subtilis вариант L2, Streptococcus pyogenes; ассо-
циации: E. coli, протей; стрептококки, стафилококки, диплококки, E. coli, Bacillus subtilis, протей. Менее чувствительны референтные штаммы – Staphylococcus aureus
АТСС 6538; ассоциации полевых культур: стрептококки,
стафилококки, диплококки; стрептококки, стафилококки,
диплококки, клостридии, коринебактерии.
3.2.4. Влияние гинодиксина на процессы перекисного
окисления липидов и антиоксидантные свойства
сыворотки крови коров
Исследования проведены на 51 корове черно-пестрой
породы в возрасте 3–5 лет, на базе ГУСП ОПХ «Элитное»
Новосибирской области. Из них 22 коровы были с гнойно-катаральным эндометритом, 21 – на разных сроках
стельности и 8 – практически здоровые (контроль).
Гнойно-катаральный эндометрит диагностировали
на основании клинического осмотра и ректального ис-
100
Соседние файлы в предмете [НЕСОРТИРОВАННОЕ]