Uchebnik

Кольца А и В рассматриваются как два основных хромофора, сопряженных или несопряженных между собой, в зависимости от степени окисленности кольца С. Соответственно этому, в спектрах наблюдается 2 основные полосы поглощения, интенсивность и положение которых меняется в широких пределах, вплоть до перехода в видимую область спектра, в зависимости от наличия, взаимного расположения, природы заместителей, а также условий записи спектров.

Условно эти полосы называют I и II. Введение донорных заместителей или их наличие в кольце В увеличивает их взаимодействие с р-электронами этого кольца и приводит к батохромному сдвигу I полосы. Введение таких заместителей в кольцо А, приводит к увеличению электронной плотности этого кольца, что сказывается на увеличении интенсивности максимума II полосы. Соотношение интенсивностей максимумов I и II полос имеет существенное значение в предварительной идентификации:

Так, у флавонов эти интенсивности близки между собой, у изофлавонов максимум I полосы составляет 15-20% от интенсивности максимума II полосы, у халконов I полоса значительно интенсивнее II. При наличии в 3’, 4’- положениях заместителей на II полосе наблюдается раздвоение максимума или максимум и «плечо». Если в кольце В только один заместитель в 4’-положении, наблюдается один выраженный максимум и т.д.

Метилирование или гликозидирование 7-ОН группы не дает заметного изменения положения полос I и II, по сравнению с оксифлавонами, например, апигенин - 336, 269 нм и генкванин - 335, 269 нм или кверцетин – 371, 257 и кверцимеритрин - 372 и 257 нм.

Метилирование 4’-ОН группы приводит к гипсохромному сдвигу на 2-10 нм I полосы, например, 4’-оксифлавон - 327, 251, 4’-метоксифлавон – 317, 253 нм.

Метилирование 5-ОН группы сказывается в более значительном гипсохромном сдвиге (5-15 нм) обеих полос, например, 5,4’-диокси-7- метоксифлавон – 335, 269 нм и 4’-окси-5,7-диметоксифлавон - 327, 259 нм.

Метилирование 3-ОН группы или гликозидирование по этому положению приводит к гипсохромному сдвигу на 10-20 нм положения полосы I, например, кверцетин - 371, 257, рутин - 361, 258 нм, кемпферол – 376.5, 268, робинин - 352, 268 нм.

В халконах хромофорная система имеет структуру:

471

поэтому I полоса имеет интенсивный максимум при 340-390 нм и меньший -

при 300-320 нм.

У изофлавонов фенильное ядро В слабо сопряжено с С=О группой, поэтому I полоса или не обнаруживается, или имеет низкую интенсивность, добавление ацетата натрия вызывает батохромию максимума I полосы на 10 нм, комплекс с АlCl3 изофлавоны дают при наличии 5-ОН-группы со сдвигом II полосы на 11-14 нм.

Антоцианины обнаруживают значительное поглощение в видимой области (500-550 нм), а добавление АlCl3 вызывает батохромию в 15-20 нм.

Ауроны отличает наличие 3 или 4 максимумов с гипсоили батохромным сдвигом в соответствии с преобладанием структур:

При записи спектров в метаноле флавоны и флавонолы, окисленные по кольцу А, дают спектры с резко выраженной полосой II и слабоинтенсивной полосой I, а окисленные по кольцу В - интенсивный максимум I полосы с его батохромным сдвигом. Положение I полосы позволяет отличить флавоны от флавонолов, так I полоса флавонов прописывается в области 304-350 нм, флавонолов - 352-385 нм, у 3-замещенных флавонолов - 328-357 нм, т.е. возможно частичное перекрывание I полосы флавонов.

Щелочные реагенты (метилат и этилат натрия) вызывают ионизацию и(или) разложение флавонов и флавонолов, в структуре которых имеются 5,6,7- ; 5,7,8-; 3,3’,4’-триокси- и 3,4’-диокси-, 3’,4’-диоксигруппы у изофлавонов и флаванонов, что обнаруживается по гипсохромии обеих полос, относительно спектра в спирте, или в батохромном смещении максимальной длины волны. Например, при наличии 4’-ОН группы батохромный сдвиг может быть на 45-65 нм без изменения интенсивности I полосы, а флавонолы, имеющие свободную 3-ОН группу и занятое 4’-положение (не ОН!) обнаруживают по батохромному сдвигу на 45-60 нм и уменьшению интенсивности I полосы.

У флаванонов 4’-оксигруппа обычно не обнаруживается при ионизации этилатом натрия, т.к. кольцо В не сопряжено с С=О группой кольца С. Однако, при наличии 7-замещенной оксигруппы возможна изомеризация флаванонов до халконов, что обнаруживается по батохромному сдвигу максимума I полосы на 100-120 нм. Ацилирование 4’-ОН-группы приводит к гипсохромии максимума длинноволновой полосы, но не все ацильные заместители приводят к такому смещению, например, апигениновые соединения, ацилированные по 4’- положению оксикоричными кислотами. Более того, ацильная группа не мешает сопряжению с С=О группой флавоноида в случае наличия остатков п- оксикоричной и кофейной кислот, что определяется по значительному батохромному сдвигу максимума I полосы под влиянием щелочных реагентов.

472

Антоцианидины дают стойкие соединения в присутствии метилата натрия с батохромией I полосы на 50-60 нм (в метаноле I полоса при 465-550, II – 270280 нм). Метокси- и гликозидированные антоцианидины отличает небольшой гипсохромный сдвиг. Так, 3-гликозиды пеларгонидина, цианидина и дельфинидина имеют максимумы: 506, 525, 535 соответственно.

Добавление ацетата натрия приводит к ионизации, преимущественно, 7,4’,3- оксигрупп, что также обнаруживается по батохромному смещению соответствующих полос: ионизация 3- и 4’-ОН-групп вызывает батохромию I полосы без изменения положения II полосы, а ионизация 7-ОН группы приводит к батохромии II полосы на 5-20 нм. В соединениях, где нет 7-ОН группы или она замещена, изменений в положении II полосы не наблюдается. При наличии 7-ОН группы и 6,8-кислородсодержащих заместителей, батохромный сдвиг II полосы уменьшается или исчезает.

Появление красной или оранжевой окраски и батохромный сдвиг I полосы до 50 нм с повышением интенсивности, свидетельствует о наличии 4-ОН группы у халконов и 6-ОН - у ауронов.

Флавоны и флавонолы, имеющие 4’-ОН группу при отсутствии свободных 3 и 7-ОН групп обычно дают дополнительное плечо на длинноволновом максимуме.

В случае замещения 7-ОН группы батохромии не наблюдается ни на одной полосе, несмотря на присутствие свободных 4’- или 3,4’-ОН групп. Ионизация 7-ОН группы вызывает возбуждение р-электронов всей молекулы и, соответственно, сдвиг обеих полос, Джерд объясняет батохромный сдвиг максимума II полосы при ионизации 7-ОН группы электронными переходами только в бензоидной части молекулы. Прокаленный ацетат натрия (рН 8.3) вызывает смещение максимума I полосы при наличии 7-ОН у флавонов на 3246, у флавонолов - на 10-24, у флаванов - на 10-30, у халконов - 10-15, а у изофлавонов на 10-13 нм в средневолновой части спектра.

Флавоноидные структуры, имеющие диоксигруппировку чувствительны на добавление хлорокиси циркония, например, при наличии 3’,4’-диокси- группировки наблюдается батохромное смещение максимума I полосы на величину до 50 нм. Если батохромное смещение, указанное выше, исчезает от добавления лимонной кислоты, это может указывать на наличие 5-ОН группы у флавонов, флаванонов, изофлавонов, 2- или 6-ОН групп у халконов, 4-ОН группы у ауронов.

У флавонолов такой же по величине батохромный сдвиг не меняется под влиянием лимонной кислоты, если в молекуле имеется 4’-ОН группа. В 4’- гликозидах флавонолов 3-ОН группа ведет себя также как 5-ОН группа, а при наличии 3- и 5-ОН групп батохромный сдвиг суммируется и может достигать

100 нм.

Исключением является 4’-рамнозид изорамнетина, в спектре которого батохромный сдвиг на 88 нм при наличии лимонной кислоты повторяет спектр исходного флавоноида в спиртовом растворе. Вместо хлорокиси циркония предложено использовать азотнокислый цирконий.

473

Рядовое расположение двух или трех оксигрупп может быть обнаружено от добавления борной кислоты в присутствии ацетата натрия, как результат комплексообразования, которое сопровождается увеличением интенсивности полос по сравнению со спектрами флавоноидов, ионизированных ацетатом натрия. Флавоны и флавонолы, в структуре которых нет свободных 3- и(или) 5- ОН групп, не образуют комплекса при добавлении хлорида алюминия. Свободные 3-, 5-, 3,5- ОН-группы у флавонов, флавонолов, изофлавонов, флаванонов, 2- и 6-ОН группы у халконов образуют комплексы с AlCl3, сопровождающиеся батохромным смещением полос. Для отличия 2-ОН от 6-

ОН групп у халконов хлористый алюминий комбинируют с ацетатом натрия.

При наличии 5-ОН группы комплекс с хлоридом алюминия углубляет окраску соединения, вызывает батохромию и, часто, раздвоение обеих полос. 3- ОН группа также образует комплекс, устойчивый к добавлению соляной кислоты(разб.). Комплекс по 3,5-диоксигруппировке устойчив к действию HCl, а батохромия может достигнуть 50-60 нм. Все другие рядовые ОН-группы, например как в кольце В мирицетина, также образуют стойкие комплексы, что сопровождается батохромией полос. Устойчивость комплексов убывает в ряду 3-ОН…О=С > 5-ОН…О=С > 5-ОН флаванонов > о-диоксигруппировки > дигидрофлавонолы.

Возможно одновременное образование комплексов по кольцам А и В, что сопровождается батохромией обеих полос с увеличением их интенсивности.

Ауроны и халконы с замещенным кольцом В отличаются сдвигом I полосы на 28-36 нм, орто-диоксигруппировка в кольце А отличается меньшим сдвигом

(11-30 нм).

3-гликозиды отличает интенсивное поглощение при 440 нм, если в этой области имеется низкоинтенсивный максимум, это может указывать на наличие углеводного фрагмента в положении 5- или 3,5-.

5-ОН группу в структурах изофлавонов проверяют по батохромии на 10-16 нм на II полосе и на 20-26 нм в структурах флаванонов и дигидрофлавонолов от действия хлорида алюминия с добавлением НСl.

Орто-диоксигруппировку в кольце А любых флавоноидов отличает меньший батохромный сдвиг по сравнению с орто-диоксигруппировкой в кольце В от действия хлорида алюминия (11-30 нм). Наличие 3 и 5- ОН-групп у дигидрофлавонолов вызывает батохромию II полосы от действия AlCl3 на 30-38 нм. Халконы при наличии 2’-ОН группы и ауроны со свободной 4-ОН группой обнаруживают по батохромии I полосы на 48-64 нм от добавления AlCl3 и на

60-70 нм от AlCl3/ НCl.

4’-ОН группу у ауронов и 4-ОН группу халконов отличает батохромия I полосы на 80-95 и 60-100 нм соответственно, 6-ОН группа ауронов вызывает сдвиг на 60-70 нм, однако при наличии 2’-ОН или 4-алкоксигрупп 4’-ОН халконов дает сдвиг до 40-50 нм.

Антоцианидины и антоцианины с орто-диоксигруппировкой дают с AlCl3 батохромный сдвиг I полосы на 25-35 нм при рН=2-4. Эти закономерности

474

являются результатом анализа УФ-спектров 151 флавоноидного соединения в метаноле и в присутствии AlCl3/HCl.

Перметилаты и перацетаты нельзя исследовать в присутствии диагностических добавок, поскольку снимается возможность ионизации и комплексообразования. Так, кверцетин пентаацетат имеет максимумы 300, 252 нм, флавон - 297, 250 нм.

Идентификация сульфатов флавоноидов также затруднена, поскольку в УФ области спектра они мало отличаются от соответствующих гликозидов и метиловых эфиров, причем не только в метаноле, но и с диагностическими добавками. Сочетание в одной структуре ОН- и ОСН3- групп в большей степени сказывается на положении I полосы.

Для соединений, имеющих несколько полос в спектре, полезной константой является величина, образованная произведением спектральной разности между длинно- и коротковолновой полосой и разности логарифмов коэффициентов молярного поглощения тех же полос. Эта величина названа фактором идентификации:

Fi = ( maxx – maxст.)( lgЕmaxx – lgЕmaxст.).

Особенностью ПМР-спектров флавоноидов является четкое различие областей резонанса протонов колец А и В в любом растворителе.

Протоны кольца А флавонов, флавонолов и изофлавонов резонируют в области 5.8-6.7 (6.9) м.д. При наличии замещения в положении 7, протоны Н5, Н6 и Н8 резонируют в указанной области в виде дублет-дублетных сигналов, причем протон Н5, экранированный карбонильной группой кольца С, резонирует при 7.9-8.2, а у флаванонов и дигидрофлавонолов при 7.7-7.9 м.д. Протон Н6, соответственно, при 6.7-7.1 и 6.4-6.5 м.д., а Н8 – при 6.7-7.0 и 6.3-6.4 м.д.

Чаще других в природе встречаются флавоны с флороглюциновым типом замещения кольца А, т.е. 5,7-диоксипроизводные, поэтому протоны Н6 и Н8 во флавонах и флавонолах резонируют в виде двух дублетов в области 6.0-6.7 м.д. с характерной для мета-взаимодействия константой спин-спинового взаимодействия, равной 2.4-2.7 Гц, причем сигналы протонов Н8 прописываются в более слабом поле, по сравнению с сигналами протонов Н6 (для флавонов, изофлавонов и флавонолов сигнал Н6 прописывается при 6.0-6.2; Н8 – 6.3-6.5; для флаванонов и дигидрофлавонолов Н6 – 5.75-5.95; Н8 – 5.90-6.10 м.д.).

Если к С7 присоединен остаток углевода, то сигналы протонов Н6 и Н8 сдвигаются в слабое поле на 0.2-0.3 м.д.

У всех флаванолов и дигидрофлавонолов с 5,7-диоксигруппировкой протоны Н6 и Н8 прописываются в более сильном поле, чем у соответствующих флавонов и флавонолов.

Сигнал протона Н3 у флавонов прописывается как синглет около 6.3 м.д., то есть в той же области, что и протоны Н6 и Н8, но последние сигналы дублетные и легко идентифицируются несмотря на перекрывание областей резонанса.

5,6,7- или 5,7,8-замещенные флавоноиды в кольце А имеют только один протон, и он прописывается в виде синглета, и частично, в той же области, что

475

и протон Н3. В таких случаях удобным методом для идентификации сигналов протонов Н3, Н6 и Н8 является сравнение ПМР-спектров их полностью и частично силилированных производных. Обычно, в таких случаях, можно видеть сдвиги соответствующих сигналов на величину около 0.15 м.д. Кроме того, идентификация сигналов протонов Н8 или Н6 может быть проведена при записи ПМР-спектров с добавлением солей европия, при этом протон Н6 испытывает большее смещение, чем протон Н8.

Силиловые производные 8-С-гликозидов существуют в двух формах, которые могут быть конформерами, включая и ротационную ориентацию С- гликозидного фрагмента по отношению к ядрам флавона. Это прослеживается на таком явлении в спектрах полностью и частично силилированных производных: прописывается 2 сигнала протона Н3 для полностью силилированного производного в области 6.48 и 6.42 м.д., а для частично силилированного продукта – сигналы прописываются в слабом поле.

В ацетилированных 8-С-гликозидах при наличии 5,7-диацетоксигрупп, сигнал протона Н6 прописывается в области 6.5-6.7 м.д., а для 6-С- ацилированных гликозидов протон Н8 прописывается около 7.25-7.40 м.д. Это различие настолько очевидное, что может быть признаком для идентификации 6-С- или 8-С-гликозидов при наличии 5,7-диоксигруппировки.

Во флавоноидах, ацилированных ароматическими кислотами, дополнительно к сигналам протонов агликона прописываются сигналы протонов соответствующих кислот.

Сигналы протонов кольца В обычно резонируют в области 6.7-7.9(8.2) м.д. В случае 4’-замещения, протоны 2’ и 6’, а также 3’ и 5’ становятся попарно эквивалентными и резонируют в виде двух двухпротонных дублетов с константой орто-расщепления J=8.5 Гц в области 7.1-8.1 и 6.5-7.1 м.д. соответственно, причем при переходе: флаваноны дигидрофлавонолы изофлавоны халконы ауроны флавоны флавонолы, сигналы Н3’-5’ – не меняют положения (6.5-7.1 м.д.), а H2’-6’ – дают сдвиг в каждой группе на

+0.1 м.д. (7.1-7.3; 7.2-7.4; 7.2-7.5; 7.4-7.6; 7.6-7.8; 7.7-7.9; 7.9-8.1 м.д.

соответственно).

Область резонанса протонов Н2’ и Н6’ больше зависит от степени окисленности кольца С, чем 3’ и 5’, например, у флаванонов сигналы протонов

2’ и 6’ резонируют в области 7.1-7.3, а 3’ и 5’ - 6.5-7.1, у флавонолов – 7.9-8.1, 3’ и 5’ - без изменений, у дигидрофлавонолов – 7.2-7.4, у изофлавонов - 7.2-7.5, у халконов - 7.4-7.6, у ауронов - 7.6-7.8, у флавонов - 7.7-7.9 м.д. без изменения положения сигналов протонов 3’ и 5’. Сигналы протонов оксихалконов аналогичны спектрам флавонов.

Протоны метоксигрупп резонируют в области 3.5-4.1 м.д., как правило, в виде трехпротонного синглета, если молекула содержит одну метоксигруппу. Синглет может быть интенсивностью в число кратное трем протонам, если метоксигруппы имеют одинаковое экранирование, т.е. являются химически эквивалентными, т.е. 6,9,12,15 протонов и т.д.

Протоны ацетильных групп также прописываются синглетом интенсивностью в 3 протона в положениях 4’ и 7 в области 2.30-2.35 м.д., в положении

476

5-около 2.45 м.д., сигналы ароматических ацильных групп, 2.25-2.50 м.д., у флавоноидных гликозидов, ацилированных уксусной кислотой - около 1.65-2.2 м.д., при этом орто- и пара-расположенные протоны, относительно ацетильных групп, сдвигаются на 0.5-0.8 м.д. в слабое поле, а сигналы мета-протонов не испытывают такого влияния и сдвигаются только на 0.15 м.д.

Поскольку флаваны и лейкоантоцианидины имеют 3 центра асимметрии (С2, С3 и С4) для их идентификации сравнивают спектры исходных соединений и их перацетатов. При этом сигналы аксиальных ацетокси-групп прописываются при 7.69-8.13 м.д., а экваториальных – при 8.13-

8.31м.д.

Для цис-катехинов характерной является константа 7.3 Гц, для транс – 8.0

Гц. Для установления конфигурации и конформации гетерокольца рекомендуется сравнивать константы расщепления между протонами Н2-Н3 и Н3-Н4.

Углеводные заместители идентифицируют по химическому сдвигу первого протона углеводного заместителя, непосредственно присоединенного к флавоноидной молекуле. Этот сдвиг зависит от природы флавоноида, положения и стереохимии углеводного остатка.

Для О-гликозидов чаще описана -форма связи, т.е. первый и второй протоны сахара диаксиальны. В случае 3-глюкозидов первый протон сахара прописывается в виде острого дублета при 5.0-5.7 м.д., с константой 6-7 Гц. Для 7-гликозидов сигнал аномерного протона сдвигается в сильное поле и дает мультиплет за счет свободного вращения 7-О-гликозидного фрагмента по связи С-О-С. Однако если в положениях 6 или 8 имеются заместители, свободное вращение 7-О-углеводного остатка сдерживается, и первый протон сахара прописывается как дублет около 5.0 м.д.

3-О- и 5-О-гликозиды также дают сигнал первого протона сахара в виде дублета, -тип связи глюкозы отличается дублетным сигналом первого протона

вобласти 5.0 м.д. с константой 2-3 Гц, остальные протоны глюкозы резонируют

вобласти 3.0-3.9 м.д.

Рамнозиды чаще встречаются в виде ,L-формы, т.е. имеют экваториально-экваториальное расположение, при этом первый и второй протоны дают константу в 2 Гц.

У 3-рамнозидов первый протон сахара резонирует в области 5.05 м.д., у 7- рамнозидов - около 5.25 м.д. Рамнозиды отличает от других углеводов наличие синглетного сигнала группы СН3, причем на положении этого сигнала сказывается место присоединения рамнозы. Так, у 3-рамнозидов обнаруживается дублет с константой 6-8 Гц в области 0.8-0.9 м.д., тогда как у 7-рамнозидов этот сигнал сдвигается и область 1.1-1.2 м.д.

В ПМР-спектрах силилированных производных 3-О-гликозидов аномерные протоны рамнозы, галактозы, глюкозы достаточно разнятся между собой (у 3-О-глюкозидов в области 5.7-6.0 м.д., у 3-О-галактозидов – 5.4-5.7 м.д., у 3-О- рамнозидов – 5.0-5.1 м.д., а у 3-О-арабинозидов - 5.06 м.д.

Кольцо С несет большую информацию о принадлежности молекулы к той или иной группе флавоноидов. Как отмечалось выше, Н3 резонирует синглетом

477

при 6.3 м.д. для флавонов, протон Н2 изофлавонов ( -расположение к С=О группе) резонирует в области 7.60-7.88 м.д., а этот же протон у флаванонов резонирует в виде двух дублетов с константой цис=5 и транс=11 Гц, около 5.2 м.д. как результат сопряжения протона Н2 с двумя протонами Н3.

Протоны Н3 сопряжены между собой и дают спин-спиновое взаимодействие с протоном Н2 с константой 17 Гц, т.е. получается как бы два перекрывающихся квадруплета около 2.8 м.д. (очень слабые!).

У дигидрофлавонолов протон Н2 резонирует в виде дублета с константой 11 Гц в области 4.9-5.2 м.д., в то время как дублет протона Н3 обнаруживается около 4.2-4.3 м.д. как транс-диаксиальные. Гликозидирование 3-ОН группы у флаванонов и дигидрофлавонолов обнаруживается по сдвигу сигнала Н3 до 4.3- 4.6, а Н2 – 5.0-5.6 м.д.

Константа спин-спинового взаимодействия в 11 Гц является характерной для идентификации 2,3-диаксиальных протонов.

- и -Протоны халконов, равноценные протонам кольца С других флавоноидов, прописываются в виде дублетов с константой 17 Гц в области

7.15(6.7-7.4) и 7.55 (7.3-7.7) м.д.

У изофлавонов сигнал протона Н2 резонирует в области 7.60-7.88 м.д.

как результат -положения относительно С=О группы и может быть сдвинут в зависимости от природы растворителя (DМSО – 8.5-8.7; CDCl3 – 7.8-8.1 м.д.). Такой сдвиг может быть использован в структурных исследованиях.

У флаванонов и дигидрофлавонолов этот протон прописывается как квартет с константой транс-взаимодействия -11 Гц и цис - 5 Гц с центром при

5.2м.д. Протон Н3 дает квартет с J=17 Гц около 2.8 м.д.

Вхалконах Н-2 и Н-3 резонируют как дублеты с константой в 17 Гц в области 6.7-7.4 и 7.3-7.7 м.д. соответственно.

У ауронов с незамещенным ароматическим кольцом прописывается синглет в области 6.37-6.94 м.д., а при наличии ОН-групп вклад каждой в общее взаимодействие протонов различный, так, наличие 4-ОН дает сдвиг сигнала на 0.19 м.д., 6-ОН - 0.16, 5-ОН - 0.07, 7-ОН – 0.03, 3’-ОН - 0.1, 5’-ОН –

0.08м.д. Этот эффект влияния заместителя можно использовать в структурных исследованиях по определению места гидроксилирования колец А и В.

Протоны ОН-групп, например, в 3,5,7-триоксифлавоне резонируют в области 9.70 (3-ОН), 12.40 (5-ОН), 10.93 м.д. (7-ОН).

Например, цирсилинеол-5,4’-диокси-6,7,3’-триметоксифлавон – имеет

ПМР-спектр (DMSO): 7.60 dd (8.5 и 2.0 Гц - Н6’), 7.57 d (2.0 Гц – Н2’), 6.93 d (8.5 Гц – Н5’), 6.92 s (H8), 3.73, 3.91 s (OCH3), протоны 4’-ОН резонируют в области 11.42, 5-ОН – 12.18 м.д.

478

Установление тонкой структуры полифенольных молекул, особенно при наличии асимметрических атомов углерода проводится комплексом спектральных данных.

Ниже приведены примеры с использованием данных УФ-спектров для подтверждения структур:

Вещество 1 имеет УФ-спектр max, нм (МеОН): 360, 269; (+NaOMe): 411, 375; (+NaOAc): 377, 282; (+NaOAc/H3BO3): 364, 272; (+AlCl3): 396, 296; (+AlCl3/HCl): 394, 297.

В продуктах щелочной деструкции вещества обнаружены флороглюцин и п-оксибензойная кислота, что указывает на наличие гидроксильных групп у С5,

С7 и С4’.

Положение первого максимума поглощения в метаноле при 360 нм указывает на флавоноловую природу исследуемого образца со свободной 3- оксигруппой. Сдвиг I максимума без изменения его интенсивности при добавлении метилата натрия на 51 нм подтверждает наличие в кольце B свободной 4’-OH-группы.

Ионизация указанных оксигрупп от добавления ацетата натрия подтверждается по батохромному смещению полос I (на +17) и II (на +13) нм. Об отсутствии рядового расположения двух или трех оксигрупп в молекуле можно судить по незначительному изменению положения обоих максимумов поглощения при добавлении борной кислоты в присутствии ацетата натрия.

Образование комплекса при добавлении хлорида алюминия ( I=+36 нм,II=+27 нм), устойчивого к действию разбавленной соляной кислоты свидетельствует о наличии 3,5-диоксигруппировки в молекуле. На основании полученных результатов и сравнения их с литературными данными вещество 1 идентифицировано как 3,5,7,4’-тетраоксифлавон (кемпферол).

Структура кверцетина может быть идентифицирована данными:

I и II полосы: + AlCl3 (3,5-OH, 4C=O)

окрашивание от диазореактива (о- и п- свободные относительно ОНгрупп);

щелочное расщепление (флороглюцин из кольца А и протокатеховая кислота из кольца В);

пары аммиака – желтое (С=О).

Вещество 2, темное в УФ-свете, желтое с парами аммиака, зеленое с раствором ЖАК, красное с п-бензохиноном отнесено к флавонолу с 5,8-диокси- группировкой кольца A. В результате кислотного гидролиза при отсутствии полупродуктов, сравнением с метчиками идентифицированы D-ксилоза и госсипетин.

479

Образование при щелочной деструкции протокатеховой кислоты подтверждает 3’,4’-замещение кольца B.

УФ (МеОН, max, нм): 385, 276; (+NaOMe): 369, 270; (+NaOAc): 394, 279; (+NaOAc/H3BO3): 403, 278; (+AlCl3): 427, 298; (+AlCl3/HCl): 421, 298.

Положение максимума длинноволновой полосы в области 385 нм в метаноле указывает на свободную 3-ОН группу и флавоноловую структуру. Гипсохромный сдвиг на 16 нм I полосы и 6 нм II – указывает на разрушение соединения при действии метилата натрия, что может быть следствием наличия

вструктуре исследуемого вещества незамещенных 3-, 3’- и 4’-оксигрупп. Этот вывод подтверждается батохромным сдвигом I полосы на 9 нм от добавления ацетата натрия (отсутствие свободной 7-ОН) и батохромным сдвигом I максимума на 18 нм от добавления борной кислоты (3’,4’-диоксигруппировка). Отсутствие такого смещения для второй полосы указывает на отсутствие о- диоксигруппировки в кольце А. Батохромный сдвиг I полосы с хлоридом алюминия на 42 нм и II полосы на 22 нм свидетельствуют о свободных 3- и 5- гидроксигруппах, а также об отсутствии 3’,4’,5’-типа гидроксилирования кольца B. Таким образом, установлено наличие 3,5,8,3’,4’-ОН-групп и ксилозы

вположении 7:

Вещество 3 темно-желтого цвета с температурой плавления 198-1990С. В продуктах кислотного гидролиза этого соединения идентифицированы кверцетин, D-галактоза и D-ксилоза. В динамике гидролиза отмечено, что на первой стадии отщепляется D-ксилоза и образуется полупродукт, иденти-

фицированный сравнением с 3-О-β-D-галактопиранозидом кверцетина:

УФ (МеОН, λmax, нм): 356, 268 (МеОН); 388, 280 (+NаОМе); 374, 286 (+NаОАс); 384, 276 (+NаОАс/Н3ВО3); 381, 298 (+АlСl3); 375, 297 (+АlСl3/НСl)

ИК (КВr, ν, см -1): 3450, 3280 (ОН); 2740-2940 (С-Н); 1660 (С=О); 1205, 1180 (С-О-С); 890 (β-ОН).

1Н-ЯМР (DМSО-d6, δ, м.д.): 3.02-4.43 (10Н, m, сах.); 4.62 (d, Н-1”’); 5.78 (d,

Н-1”); 6.18 (d, Н-6); 6.39 (d, Н-8); 6.86 (dd, Н-5’); 7.52 (dd, Н-2’); 7.68 (d, Н-6’). 13С-ЯМР (DМSО-d6, δ, м.д.): 60.22 (С-6”); 65.27 (С-5”’); 67.36 (С-4”’); 69.01

(С-4”); 73.23 (С-3”); 75.49 (С-2”’); 76.42 (С-5”); 77.19 (С-3”’); 79.43 (С-2”); 93.02 (С-8); 97.50 (С-6); 98.23 (С-1”); 103.45 (С-10); 104.13 (С-1”’); 114.83 (С-

480