- •Розділ I
- •Порівняння проникності клітинних мембран для різних речовин. Стійкий і тимчасовий плазмоліз
- •1.1.2 Вплив іонів калію і кальцію на форму плазмолізу
- •1.1.3Спостереження ковпачкового плазмолізу в розчинах нітрату калію і роданіду калію
- •Проникність живої і мертвої цитоплазми
- •1.2 Виявлення життєздатності клітин
- •1.2.1 Визначення життєздатності насіння методом фарбування (за д. Н. Нелюбовим)
- •1.2.2 Прижиттєве фарбування клітин нейтральним червоним
- •Використання солей тетразолію для виявлення живих і мертвих клітин
- •1.3 Рух цитоплазми
- •1.3.1 Спостереження за рухом цитоплазми у різних об'єктів
- •1.3.2 Визначення швидкості руху цитоплазми
- •Контрольні питання.
- •Розділ II хімічний склад рослин Мета заняття.
- •Питання до обговорення.
- •2.1.1 Властивості рослинних білків
- •2.1.1.1 Виділення рослинних білків
- •1. Отримання проламінів і глютелінів з насіння пшениці
- •2. Отримання альбумінів з бульб картоплі
- •3. Отримання глобулінів з насіння гороху
- •2.1.1.2 Визначення амінокислотного складу рослинних білків за допомогою якісних реакцій
- •1.Биуретова реакція
- •2. Реакція на ароматичні амінокислоти (реакція нітрування)
- •3. Реакція на цистеїн (реакція Фоля)
- •Визначення ізоелектричної точки рослинних тканин
- •Вуглеводи
- •2.2.1 Отримання розчинів моно-, ді-, полісахаридів і вивчення їх
- •2.2.1.2 Визначення сахарів за допомогою якісних реакцій
- •1.1 Виявлення глюкози і мальтози
- •1.2 Виявлення сахарози
- •1.3 Виявлення крохмалю
- •2. Реакція з α-нафтолом
- •2.2.2 Кислотний гідроліз крохмалю
- •2.2.3 Ферментативний гідроліз крохмалю
- •2.3 Жири
- •2.3.1 Головні властивості жирів рослин
- •Визначення ліполітичної активності насіння
- •2. Визначення ліполітичної активності
- •Контрольні питання
- •Розділ III
- •3.1.1. Явище осмосу. Переміщення води за градієнтом водного потенціалу в штучній «клітинці» Траубе
- •3.1.2 Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом (за де-Фрізом)
- •3.1.3 Визначення сисної сили клітин за зміною концентрації розчинів
- •Рефрактометричний метод (за н. А. Максимовим і н. З. Петіновим)
- •Метод цівок (за в. С. Шардаковим)
- •3.1.3.3. Визначення водного потенціалу рослинних тканин методом Уршпрунга (за зміною довжини брусків тканини)
- •3.2. Водообмін рослин
- •3.2.1. Визначення різних форм води в рослині
- •3.2.2. Вплив зовнішніх умов на процес гутації
- •3.2.3. Визначення інтенсивності транспірації за зменшенням маси зрізаного листя
- •3.2.4. Порівняння транспірації верхньої і нижньої сторін листа хлоркобальтовим методом
- •3.2.5. Вплив зовнішніх умов на стан продихів (за Молішем)
- •3.2.6. Визначення стану продихів методом відбитків
- •Підняття води в рослині по судинах
- •Контрольні питання
- •Розділ IV
- •Хімічні властивості пігментів
- •Омилення хлорофілу лугом
- •Отримання феофітину і відновлення металоорганічного зв'язку
- •Розділення суміші фотосинтетичних пігментів
- •Метод Крауса
- •Метод Цвета
- •Метод хроматографії на папері
- •Оптичні властивості пігментів зеленого листа
- •Спектри поглинання пігментів
- •Флуоресценція хлорофілу
- •4.1.5 Кількісне визначення пігментів
- •4.1.5.1 Визначення вмісту хлорофілу
- •1.Отримання витяжки хлорофілу
- •2.Визначення концентрації хлорофілу на феКі
- •3.Визначення концентрації хлорофілу на сФі
- •4.1.5.2 Визначення вмісту каротинів
- •4.2 Фізіологія фотосинтезу
- •4.2.1 Фотосенсибілізуюча активність хлорофілу
- •4.2.2. Визначення інтенсивності фотосинтезу і дихання за зміною вмісту вуглецю
- •Контрольні питання.
- •Список рекомендованої літератури Основна література
- •Додаткова література
Флуоресценція хлорофілу
Флуоресценція є свіченням активності речовин при поглинанні ними світла. Флуоресценція хлорофілу, не будучи фотосинтетично утилізованою формою енергії, служить ознакою його фотохімічної активності.
В темряві молекула хлорофілу знаходиться в основному стані з найнижчим енергетичним рівнем валентних електронів. При поглинанні кванта світла один з π-електронів молекули хлорофілу переходить на більш високий енергетичний рівень, внаслідок чого виникає електронно-збуджений стан молекули. При поверненні із збудженого стану в основний енергія електронів може витрачатися на: 1) фотохімічну роботу, 2) збудження сусідніх молекул хлорофілу, 3) втрату у вигляді тепла, 4) флуоресцентне випромінювання. Незалежно від довжини хвилі спектр флуоресценції хлорофілу а має максимум при 670 нм. Хлорофіл сильно флуоресцирує в розчинах і слабо — в листі, що пояснюється щільною упаковкою молекул в тілакоїдах і використанням поглиненої енергії у фотохімічних процесах.
Хід роботи
Витяжку пігментів в пробірці помістити на темному фоні у світлі настільної лампи або освітити пучком світла проекційного ліхтаря. Розглянути витяжку з тієї сторони, звідки падає світло (рис.4.4.).
Рисунок. 4.4. Спиртна витяжка хлорофілу у відбитому (а) і прямому промінні (б):
1 — світло лампи, що освітлює пробірку з розчином хлорофілу та збуджує його флуоресценцію;
2 — світло лампи, що проходить через пробірку з розчином хлорофілу;
3 — світло лампи, відбите від пробірки;
4 — флуоресценція хлорофілу.
Завдання: відзначити забарвлення розчину і зробити висновок про причину флуоресценції.
4.1.5 Кількісне визначення пігментів
Матеріали і обладнання: 1) свіже листя різних світлолюбних і тіньовитривалих рослин; 2) 80% ацетон або спирт; 3) СаСОз; 4) коренеплоди моркви або гарбуза; 5) кварцовий пісок або товчене скло; 6) терези; 7) ножиці; 8) ступки малого розміру; 9) реактив Гьотрі; 10) фільтрувальний папір; 11) скляні палички; 12) мірні колби на 25 мл з пробками; 13) воронки; 14) ФЕК або СФ; 15) міліметрівка; 16) вазелін; 17) серветка; 18) очищений бензин.
4.1.5.1 Визначення вмісту хлорофілу
Вміст хлорофілу в листі залежить від умов освітлення і мінерального живлення, віку листя і ряду інших зовнішніх і внутрішніх чинників. При точних визначеннях спочатку виділяють хлорофіл хроматографічним методом або шляхом його омилення. При порівняльних дослідженнях можна визначити вміст хлорофілу в спиртній або ацетоновій витяжці без попереднього розділення пігментів.
Відомо, що хлорофіли мають максимум поглинання в червоній частині спектру, тоді як супутні їм пігменти не поглинають довгохвильове проміння. Тому при роботі на ФЕКі з використанням червоного світлофільтру або на спектрофотометрі можна достатньо точно визначити вміст хлорофілів, не відділяючи їх від каротиноїдів.
Щоб уникнути втрат хлорофілу всі операції необхідно проводити швидко, в затемненому приміщенні, бажано на холоді.
Хід роботи
1.Отримання витяжки хлорофілу
Подрібнити листя ножицями, відкинувши черешки і крупні жилки, і відважити 300-500 мг. Помістити наважку в ступку, додати кварцового піску або товченого скла і трохи СаСОз, підлити 4-5 мл 80% ацетону або спирту і ретельно розтерти. Змазати знизу носик ступки вазеліном і злити витяжку по паличці у воронку з фільтром (змоченим 80% ацетоном) в мірну колбу на 25 мл, не втрачаючи жодної краплі. Відфільтрувати. Підлити в ступку ще небагато ацетону, розтерти, знову відфільтрувати. Повторити цю операцію 2—3 рази, потім перенести розтерту масу на фільтр. Сполоснути ступку 3 рази ацетоном, злити матеріал у воронку, дати постояти декілька хвилин і відфільтрувати. Промити матеріал ацетоном до повного виділення пігментів (розчинник, що стікає з фільтру, повинен стати безбарвним).
Довести ацетоном витяжку до мітки. Закрити мірну колбу пробкою, ретельно перемішати (перевернути 3 рази вверх дном і збовтати) і берегти до визначення в темряві на холоді.