Васильев Ю.Г гомеостаз и пластичность мозга
.pdf40.Cohen, Z. Astroglial and vascular interactions of noradrenaline terminals in the rat cerebral cortex / Z. Cohen, G. Molinatti, E. Hamel // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism.– 1997. – Vol. 17. – P. 894–904.
41.Conway, E.M. Molecular mechanisms of blood vessel growth / E.M. Conway, D. Collen, P. Carmeliet // Cardiovascular research. – 2001. – Vol. 49. – P. 507–521.
42.Crone, C. Electrical resistance of brain microvascular endothelium / C. Crone, S.P. Olesen // Brain Research. – 1982. – Vol. 49. – P. 55.
43.David, S. Laminin overrides the inhibitory effects of peripheral nervous system and central nervous system myelin–derived inhibitors of neurite growth / S. David [et al.] // Journal of Neuroscience Research. – 1995. – Vol. 42. – P. 594–602.
44.Dejana, E. The molecular organization of endothelial junctions and their functional role in vascular morphogenesis and permeability / E. Dejana [et al.] // The International journal of developmental biology. – 2000. – Vol. 44. – P. 743–748.
45.Deveci, D. Relationship between capillary angiogenesis, fiber type, and fiber size in chronic systemic hypoxia / D. Deveci, J.M. Marshall, S. Egginton. // American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. – 2001. – Vol. 281(1). – P. 241–252.
46.Dore-Duffy, P. Pericyte migration from the vascular wall in response to traumatic brain injury / P. Dore-Duffy [et al.] // Microvascular research. – 2000. – Vol. 60. – P. 55–69.
47.Feoktistov, I. Differential expression of adenosine receptors in human endothelial cells: role of A2B receptors in angiogenic factor regulation / I. Feoktistov [et al.] // Circulation research. – 2002. – Vol. 90. – P. 531–538.
48.Feoktistov, I. Hypoxia modulates adenosine receptors in human endothelial and smooth muscle cells toward an A2B angiogenic phenotype / I. Feoktistov [et al.] // Hypertension. – 2004. – Vol. 44. – P. 649–654.
49.Feoktistov, I. Mast cell–mediated stimulation of angiogenesis: cooperative interaction between A2B and A3 adenosine receptors / I. Feoktistov [et al.] // Circulation research. – 2003. – Vol. 92.– P. 485–492.
50.Ferrara, N. Clinical applications of angiogenic growth factors and their inhibitors / N. Ferrara, K. Alitalo // Nature medicine. – 1999. – Vol. 5. – P. 1359–1364.
51.Ferrara, N. Vascular endothelial growth factor: basic science and clinical progress / N. Ferrara // Endocrine reviews. – 2004. – Vol. 25. – P. 581–611.
52.Finklestein, S.P. Growth factor expression after stroke / S.P. Finklestein [et al.] // Stroke. – 1990. – Vol. 21. – P. 122–124.
53.Finklestein, S.P. Increased basic fibroblast growth factor (bFGF) immunoreactivity at the site of focal brain wounds / S.P. Finklestein [et al.] // Brain Research – 1988. – Vol. 460. – P. 253–259.
54.Fleegal, M.A. Activation of PKC modulates blood–brain barrier endothelial cell permeability changes induced by hypoxia and posthypoxic reoxygenation / M.A. Fleegal [et al.] // American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. – 2005. – Vol. 289(5). – P. 2012–2019.
55.Folkman, J. Angiogenic factors / J. Folkman, M. Klagsbrun // Science. – 1987. – Vol. 235. – P. 442–447.
56.Folkow, B. "Structural autoregulation" – the local adaptation of vascular beds to chronic changes in pressure / B. Folkow // Development of the Vascular System.
– London: Pitman, 1983. – P. 56–79.
111
57.Fonta, C. Vascularization in the Primate Visual Cortex during Development / C. Fonta, M. Imbert // Cerebral Cortex. – 2002. – Vol. 12, – P. 199–211.
58.Forster, C. Dexamethasone induces the expression of metalloproteinase inhibitor TIMP–1 in the murine cerebral vascular endothelial cell line cEND / C. Forster [et al.] // Journal of Physiology. – 2007. – Vol. 580(3). – P. 937–949.
59.Gavin, T.P. Lower capillary density but no difference in VEGF expression in obese vs. lean young skeletal muscle in humans / T.P. Gavin [et al.] // Journal of applied physiology. – 2005. – Vol. 98(1). – P. 315–321.
60.Guo, F.Q. The relationship between the aquaporin–4 and brain edema, pathologic change, ultrastructure in perihematoma tissue in patients with intracerebral hemorrhage / F.Q. Guo [et al.] // Zhongguo Wei Zhong Bing Ji Jiu Yi Xue. – 2008. – Vol. 20(11). – P. 4–7.
61.Guo, S. Neuroprotection via matrix–trophic coupling between cerebral endothelial cells and neurons / S. Guo [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. – 2008. – Vol. 105(21). – P. 7582– 7587.
62.Gustafsson, T. VEGF–A splice variants and related receptor expression in human skeletal muscle following submaximal exercise / T. Gustafsson [et al.] // Journal of applied physiology. – 2005. – Vol. 98(6). – P. 2137–2146.
63.Hacking, W.J.G. Shear stress is not sufficient to control growth of vascular networks: a model study / Hacking WJG, VanBavel E, and Spaan JAE. // American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. – 1996. – Vol. 270. – P. 364–375.
64.Hagberg, H. Extracellular adenosine, inosine, hypoxanthine, and xanthine in relation to tissue nucleotides and purines in rat striatum during transient ischemia / H. Hagberg [et al.] // Journal of Neurochemistry. – 1987. – Vol. 49. – P. 227–231.
65.Hamm, S. Astrocyte mediated modulation of blood–brain barrier permeability does not correlate with a loss of tight junction proteins from the cellular contacts / S. Hamm [et al.] // Cell and Tissue Research. – 2004. – Vol. 315(2). – P. 57–66.
66.Haring, H.P. Distribution of the integrin–like immunoreactivity on primate brain microvasculature / H.P. Haring [et al.] // Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. – 1996. – Vol. 55. – P. 236–245.
67.Hawkins, B.T. The Blood–Brain Barrier/Neurovascular Unit in Health and Disease / B.T. Hawkins, T.P. Davis. // Pharmacological Reviews. – 2005. – Vol. 57(2). – P. 173–185.
68.Holash, J.A. Re–evaluating the role of astrocytes in blood–brain barrier induction / J.A. Holash, D.M. Noden, P.A. Stewart // Developmental dynamics. – 1993. – Vol. 197. – P. 14–25.
69.Hori, S. A pericyte–derived angiopoietin–1 multimeric complex induces occludin gene expression in brain capillary endothelial cells through Tie–2 activation in vitro / S. Hori [et al.] // Journal of Neurochemistry. – Vol. 89. – P. 503–513.
70.Hudetz, A.G. The role of wall shear stress in microvascular network adaptation / A.G. Hudetz, M.F. Kiani // Advances in experimental medicine and biology. – 1992. – Vol. 316. – P. 31–39.
71.Jain, R.K. Molecular regulation of vessel maturation / R.K. Jain // Nature Medicine. – 2003. – Vol. 9. – P. 685–693.
72.Jin, G. Protecting Against Cerebrovascular Injury : Contributions of 12/15– Lipoxygenase to Edema Formation After Transient Focal Ischemia / G. Jin [et al.] // Stroke. – 2008. – Vol. 39(9). – P. 2538–2543.
112
73.Jones, N. Tie receptors: new modulators of angiogenic and lymphangiogenic responses / N. Jones [et al.] // Nature reviews. Molecular cell biology. – 2001. – Vol. 2. – P. 257–267.
74.Kalra, M. Early remodeling of saphenous vein grafts: proliferation, migration and apoptosis of adventitial and medial cells occur simultaneously with changes in graft diameter and blood flow / M. Kalra, V.M. Miller // Journal of vascular research. – 2000. – Vol. 37. – P. 576–584.
75.Kawamata, T. Intracisternal basic fibroblast growth factor enhances functional recovery and up–regulates the expression of a molecular marker of neuronal sprouting following focal cerebral infarction / T. Kawamata [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. – 1997. – Vol. 94. – P. 79–84.
76.Kobayashi, S. Chronic hypoxia enhances adenosine release in rat PC12 cells by altering adenosine metabolism and membrane transport / S. Kobayashi, H. Zimmermann, D.E. Millhorn // Journal of Neurochemistry. –2000. – Vol. 74. –p. 621–632.
77.Kroon, M.E. Urokinase receptor expression on human microvascular endothelial cells is increased by hypoxia: implications for capillary–like tube formation in a fibrin matrix / M.E. Kroon [et al.] // Blood. – 2000. – Vol. 96(8). – P. 2775–2783.
78.Kuo, N.T. Prolonged hypoxia increases vascular endothelial growth factor mRNA and protein in adult mouse brain / N.T. Kuo [et al.] // J. Appl. Physiol. – 1999. – Vol. 86(1). – P. 260–264.
79.Levitman, M.Kh. Age–related characteristics of cerebral blood vessels in the rat (morphometric study) / M.Kh. Levitman [et al.] // Arkhiv anatomii, gistologii i émbriologii. – 1990. – N 1. – P. 49–53.
80.Liesi, P. Is astrocyte laminin involved in axon guidance in the mammalian CNS? / P. Liesi, J. Silver // Developmental Biology. – 1988. – Vol. 130. – P. 774–785.
81.Linden, J. Molecular approach to adenosine receptors: receptor–mediated mechanisms of tissue protection / J. Linden // Annual review of pharmacology and toxicology. – 2001. – Vol. 41. – P. 775–787.
82.Lobov, I.B. Angiopoietin–2 displays VEGF–dependent modulation of capillary structure and endothelial cell survival in vivo / I.B. Lobov, P.C. Brooks, R.A. Lang // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. – 2002. – Vol. 99. – P. 11205–11210.
83.Logothetis, N.K. Functional imaging of the monkey brain / N.K.Logothetis, H. Guggenberger, S. Peled // Nature Neuroscience. – 1999. – Vol. 2. – P. 555–562.
84.Logothetis, N.K. Neurophysiological investigation of the basis of the fMRI signal / N.K. Logothetis, J. Pauls, M. Augath // Nature. – 2001. – P. 150–157.
85.Lutty, G.A. 5-Nucleotidase and adenosine during retinal vasculogenesis and oxygen–induced retinopathy / G.A. Lutty, C. Merges, D.S. McLeod // Investigative ophthalmology & visual science. – 2000. – Vol. 41. – P. 218–229.
86.Lutty, G.A. Retinal vascular development and oxygen–induced retinopathy: a role for adenosine / G.A. Lutty, D.S. McLeod // Progress in retinal and eye research. – 2003. – Vol. 22. – P. 95 – 111.
87.Lyons, M.K. Basic fibroblast growth factor promotes in vivo cerebral angiogenesis in chronic forebrain ischemia / M.K. Lyons, R.E. Anderson, F.B. Meyer // Brain Research – 1991. – Vol. 558. – P. 315–320.
113
88.Mabuchi, T. Focal cerebral ischemia preferentially affects neurons distant from their neighboring microvessels / T. Mabuchi [et al.] // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. – 2005. – Vol. 25. – P. 257–266.
89.Marshall, J.M. Roles of adenosine and nitric oxide in skeletal muscle in acute and chronic hypoxia / J.M. Marshall // Advances in experimental medicine and biology. – 2001. – Vol. 502. – P. 349–363.
90.McCarron, R.M. Cerebrovascular endothelium in vitro: Studies related to blood– brain barrier function / R.M. McCarron [et al.] // Proceedings of the XIst International Congress of Neuropathy. – 1991. – Vol. 4. – P. 785–787.
91.McCarron, R.M. The role of arachidonic acid and oxygen radicals on cerebromicrovascular endothelial permeability / R.M. McCarron [et al.] // Acta neurochirurgica. – 1990. – Vol. 51. – P. 61–64.
92.McClure, N. Vascular endothelial growth factor as capillary permeability agent in ovarian hyperstimulation syndrome / N. McClure [et al.] // Lancet. – 1994. – Vol. 344. – P. 235–236.
93.Micic, D. The ischemic and postischemic effect on the uptake of neutral amino acids in isolated cerebral capillaries / D. Micic [et al.] // Experientia. – 1993. – Vol. 15. – P. 625–626.
94.Mulvany, M.J. Vascular remodeling / M.J. Mulvany [et al.] // Hypertension. – 1996. – Vol. 28. – P. 505–506.
95.Nedergaard, M. New roles for astrocytes : Redefining the functional architecture of the brain / M. Nedergaard, B.R. Ransom, S.A. Goldman // Trends in Neurosciences. – 2003. – Vol. 26. – P. 523 – 530.
96.Nico, B. Developmental expression of ZO–1 antigen in the mouse blood–brain barrier / B. Nico [et al.] // Development of brain research. – 1999. – Vol. 114. – P. 161–169.
97.Oldendorf, W.H. The large apparent work capability of the blood–brain barrier: a study of the mitochondrial content of capillary endothelial cells in brain and other tissues of the rat / W.H. Oldendorf, M.E. Cornford, W.J. Brown // Annals of neurology. – 1977. – Vol. 1. – P. 409–417.
98.Paemeleire, K. The cellular basis of neurovascular metabolic coupling / K. Paemeleire // Acta. Neurol. Belg. – 1992. – Vol. 102. – P. 153–157.
99.Pantoni, L. Cytokines and Cell Adhesion Molecules in Cerebral Ischemia: Experimental Bases and Therapeutic Perspectives Arterioscler / L. Pantoni, C. Sarti,
D.Inzitari // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. – 1998. – Vol. 18(4). – P. 503–513.
100.Park, T.S. Increased brain interstitial fluid adenosine concentration during hypoxia in newborn piglet / T.S. Park [et al.] // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. – 1987. – Vol. 7. – P. 178–183.
101.Peters, A. The Fine Structure of the Nervous System. Neurons and Their Supporting Cells / A. Peters, B.L. Palay, H.D. Webster. – New York: Oxford University Press, 1991.
102.Polakis, P. Formation of the blood–brain barrier: Wnt signaling seals the deal /
P.Polakis. // Journal of Cell Biology. – 2008. – Vol. 183(3). – P. 371–373.
103.Price, R.J. Hemodynamic stresses and structural remodeling of anastomosing arteriolar networks: design principles of collateral arterioles / R.J. Price [et al.] // Microcirculation. – 2002. – Vol. 9. – P. 111–124.
104.Pries, A.R. Resistance to blood flow in microvessels in vivo / A.R. Pries [et al.] // Circulation research. – 1994. – Vol. 75. – P. 904–915.
114
105.Pries, A.R. Structural adaptation of microvascular networks: functional roles of adaptive responses / A.R. Pries, B. Reglin, T.W. Secomb // American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. – 2001. – Vol. 281. – P. 1015– 1025.
106.Pries, R. Control of blood vessel structure: insights from theoretical models / R. Pries, T.W. Secomb // American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. – 2005. – Vol. 288(3). – P. 1010–1015.
107.Ramsauer, M. Angiogenesis of the blood–brain barrier in vitro and the function of cerebral pericytes / M. Ramsauer, D. Krause, R. Dermietzel // The FASEB journal. – Vol. 16. – P. 1274–1276.
108.Rao, R.K. Tyrosine phosphorylation and dissociation of occludin–ZO–1 and E– cadherin–beta–catenin complexes from the cytoskeleton by oxidative stress / R.K. Rao [et al.] // Journal of biochemistry. – 2002. – Vol. 368. – P. 471–481.
109.Reese, T.S. Fine structural localization of blood–brain barrier to exogenous peroxidase / T. S. Reese, M.J. Karnovsky // Journal of Cell Biology. – 1967. – Vol. 34. – P. 9–14.
110.Riddle, D.R. Differential metabolic and electrical activity in the somatic sensory cortex of juvenile and adult rats / D.R. Riddle [et al.] // Journal of Neuroscience. – 1993. – Vol. 13. – P. 4193–4213.
111.Risau, W. Development of the blood–brain barrier / W. Risau, H. Wolburg // Trends in Neurosciences. – 1990. – Vol. 13. – P. 174–178.
112.Roberts, W.G. Increased microvascular permeability and endothelial fenestration induced by vascular endothelial growth factor / W.G. Roberts, G.E. Palade // Journal of cell science. – 1995. – Vol. 108. – P. 2369–2379.
113.Roberts, W.G. Neovasculature induced by vascular endothelial growth–factor is fenestrated / W.G. Roberts, G.E. Palade // Cancer Research. – 1997. – Vol. 57. – P. 765–772.
114.Robertson, P.L. Angiogenesis in developing rat brain: an in vivo and in vitro study / P.L. Robertson [et al.] // Development of brain research – 1985. – Vol. 23.
– P. 219–223.
115.Rosenberg, G.A. Proteolytic cascade enzymes increase in focal cerebral ischemia in rat / G.A. Rosenberg [et al.] // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. – 1996. – Vol. 16. – P. 360–366.
116.Rosenstein, J.M. Patterns of brain angiogenesis after vascular endothelial growth factor administration in vitro and in vivo / J.M. Rosenstein [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. – 1998. – Vol. 95. – P. 7086–7091
117.Sakellaridis, N. Significance of Experimental Infarct Size as an Indicator of Therapeutic Efficacy in Humans / N. Sakellaridis, D. Panagopoulos // Stroke. – 2007. – Vol. 38(9). – P. 89–90.
118.Schiltz, J. C. Distinct Brain Vascular Cell Types Manifest Inducible Cyclooxygenase Expression as a Function of the Strength and Nature of Immune Insults / J.C. Schiltz, P.E. Sawchenko // The Journal of Neuroscience. – 2002. – Vol. 22(13). – P. 5606–5618.
119.Schoch, H.J. Hypoxia–induced vascular endothelial growth factor expression causes vascular leakage in the brain / H. J. Schoch, S. Fischer, H.H. Marti // Brain. – 2002. – Vol. 125(11). – P. 2549–2557.
115
120.Sedlakova, R. Ultrastructure of the blood–brain barrier in the rabbit / R. Sedlakova, R.R. Shivers, R.F. Del Maestro // Journal of submicroscopic cytology and pathology. – 1999. – Vol. 31. – P. 149–161.
121.Shweiki, D. Vascular endothelial growth factor induced by hypoxia may mediate hypoxia–initiated angiogenesis / D. Shweiki [et al.] // Nature. – 1992. – Vol. 359. – P. 843–845.
122.Simard, M. Signaling at the gliovascular interface / M. Simard [et al.] // Journal of Neuroscience. – 2003. – Vol. 23.– P. 9254–9262.
123.Sirevaag, A.M. Direct evidence that complex experience increases capillary branching and surface area in visual cortex of young rats / A.M. Sirevaag [et al.] // Development of brain research. – 1988. – Vol. 43. – P. 299–304.
124.Song, L. Caveolin–1 regulates expression of junction–associated proteins in brain microvascular endothelial cells / L. Song, S. Ge, J.S. Pachter // Blood. – 2007. – Vol. 109(4). – P. 1515–1523.
125.Szpak, G.M. Border zone neovascularization in cerebral ischemic infarct / G.M. Szpak [et al.] // Folia Neuropathol. – 1999/ – Vol. 37. – P. 264–268.
126.Tagami, M. Ultrastructural changes in cerebral pericytes and astrocytes of stroke–prone spontaneously hypertensive rats / M. Tagami [et al.] // Stroke. – 1990. – Vol. 21. – P. 1064–1071.
127.Takami, K. Upregulation of fibroblast growth factor–receptor messenger RNA expression in rat brain following transient forebrain ischemia / K. Takami [et al.] // Experimental Brain Research. – 1993. – Vol. 97. – P. 185–194.
128.Tanaka, F. Expression of angiopoietins and its clinical significance in non– small cell lung cancer / F. Tanaka [et al.] // Cancer Research. – 2002. – Vol. 62. – P. 7124–7129.
129.Thomas, H. Adair Growth regulation of the vascular system: an emerging role for adenosine / H. Thomas // American journal of physiology. Regulatory, integrative and comparative physiology. – 2005. – Vol. 289. – P. 283–296.
130.Thurston, G. Angiopoietin–1 protects the adult vasculature against plasma leakage / G. Thurston [et al.] // Nature medicine. – 2000. – Vol. 6. – P. 460–463.
131.Tong, X.K. Regional cholinergic denervation of cortical microvessels and nitric oxide synthase–containing neurons in Alzheimer’s disease / X.K. Tong, E. Hamel // Neuroscience. – 1999. – Vol. 92. – P. 163–175.
132.Tuor, U.I. Correlation of local changes in cerebral blood flow, capillary density, and cytochrome oxidase during development / U.I. Tuor, G. Kurpita, C. Simone // Journal Comparative Neurology. – 1994. – Vol. 342. – P. 439–448.
133.Vanzetta, I. Increased cortical oxidative metabolism due to sensory stimulation : implications for functional brain imaging / I. Vanzetta, A. Grinvald // Science. – 1999. – Vol. 286. – P. 1555–1558.
134.Vaucher, E. Cholinergic basal forebrain neurons project to cortical microvessels in the rat: electron microscopic study with anterogradely transported Phaseolus vulgaris leucoagglutinin and choline acetyltransferase immunocytochemistry / E. Vaucher, Е. Hamel // Journal of Neuroscience. – 1995. – Vol. 15. – P. 7427–7441.
135.Vaucher, E. GABA neurons provide a rich input to microvessels but not nitric oxide neurons in the rat cerebral cortex: a means for direct regulation of local cerebral blood flow / E. Vaucher [et al.] // Journal Comparative Neurology. – 2000. – Vol. 421. – P. 161–171.
116
136.Vorbrodt, A.W. Ultrastructural cytochemistry of blood–brain barrier endothelia / A.W. Vorbrodt // Progress in histochemistry and cytochemistry. – 1988. – Vol. 18(3). – P. 1–6.
137.Wei, L. Collateral Growth and Angiogenesis Around Cortical Stroke / L. Wei [et al.] // Stroke. – 2001. – Vol. 32(9). – P. 2179–2184.
138.Willis, C.L. Focal astrocyte loss is followed by microvascular damage, with subsequent repair of the blood–brain barrier in the apparent absence of direct astrocytic contact / C.L. Willis [et al.] // Glia. – 2004. – Vol. 45. – P. 325–337.
139.Wolburg, H. Localization of claudin–3 in tight junctions of the blood–brain barrier is selectively lost during experimental autoimmune encephalomyelitis and human glioblastoma multiforme / H. Wolburg [et al.] // Acta Neuropathologica. – 2003. – Vol. 105. – P. 586–592.
140.Wolff, J.R. Neonatal enucleation induces correlated modification in sensory responsive areas and pial angioarchitecture of the parietal and occipital cortex of albino rats / J.R. Wolff [et al.] // Journal Comparative Neurology. – 1992. – Vol.
317.– P. 187–197.
141.Yamamoto, M. Phosphorylation of Claudin–5 and Occludin by Rho Kinase in Brain Endothelial Cells / M. Yamamoto [et al.] // Journal of Pathology. – 2008.– Vol. 172(2). – P. 521–533.
142.Yancopoulos, G.D. Vascular–specific growth factors and blood vessel formation / G.D. Yancopoulos [et al.] // Nature. – 2000. – Vol. 407. – P. 242–248.
143.Yang, G.Y. Induction of focal angiogenesis through adenoviral vector mediated vascular endothelial cell growth factor gene transfer in the mature mouse brain / G.Y. Yang [et al.] // Angiogenesis. – 2003. – Vol. 6. – P. 151–158.
144.Yiqian Zhu, M.D. Angiopoietin–2 Facilitates Vascular Endothelial Growth Fac- tor–Induced Angiogenesis in the Mature Mouse Brain / M.D. Yiqian Zhu [et al.] // Stroke. – 2005. – Vol. 36. – P. 1533–1537.
145.Zheng, D. Specialized vascularization of the primate visual cortex / D. Zheng, A.S. LaMantia, D. Purves // Journal of Neuroscience. – 1991. – Vol. 11. – P. 2622–2629.
146.Zhou, A.M. A short cerebral ischemic preconditioning up–regulates adenosine receptors in the hippocampal CA1 region of rats / A.M. Zhou [et al.] // Neuroscience Research. – 2004. – Vol. 48. – P. 397–404.
147.Ziada, A.M. The effect of long–term vasodilatation on capillary growth and performance in rabbit heart and skeletal muscle / A.M. Ziada [et al.] // Cardiovascular research. – 1984. – Vol. 18. – P. 724–732.
148.Zimmermann, H. Extracellular metabolism of nucleotides in the nervous system / H. Zimmermann, N. Braun // Journal of autonomic pharmacology. – 1996. – Vol. 16. – P. 397–400.
149.Zonta, M. Neuron–to–astrocyte signaling is central to the dynamic control of brain microcirculation / M. Zonta [et al.] // Nature Neuroscience. – 2003. – Vol.
6.– P. 43–50.
12 РОЛЬВНЕКЛЕТОЧНОГО МАТРИКСА И ГЕМАТОЭНЦЕФАЛИЧЕСКОГО БАРЬЕРА В ПОДДЕРЖАНИИ ГОМЕОСТАЗА ЦЕНТРАЛЬНОЙ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ
117
Внеклеточному матриксу в нервной системе, особенно в ЦНС, до последнего времени традиционно уделялось небольшое внимание.
Вслучае упрощенного описания организации ЦНС его существование могло вообще отрицаться и упоминалось лишь как проявление патологических изменений при отеке мозга. Это связано с тем, что в силу очень малого объема при световой микроскопии его просто не видно.
Вто же время состояние межклеточного матрикса играет весьма важную роль в обеспечении жизнедеятельности нейронов и мозга в целом.
Впервую очередь это связано с необходимостью поддержания его постоянства. Как уже упоминалось, весьма значим в нем уровень ионного состава, особенно концентрация ионов калия и кальция. Однако не следует забывать и про другие ионы, в первую очередь натрия. Весьма напряженным, при анализе транспортных процессов в мозге, является поддержание достаточного уровня глюкозы (Васильев Ю.Г., Чучков В.М., 2003). Рассматривая последнее, авторы указывали на компенсаторный элемент увеличения представительства межклеточного вещества при гипогликемиях.
Как уже упоминалось, важную роль матрикс играет в контроле процессов нейрогенеза, глиогенеза и ангиогенеза в индивидуальном развитии и репарации в ходе повреждений.
Различия между взаимоотношениями соседних клеток в нервной системе отражаются в особенностях собственно морфрологической организации узкого межклеточного пространства. Если астроциты между собой связаны с помощью правильно организованных повторяющихся структур, то олигодендроциты соединяются с астроцитами в виде плотно упакованных, но не кристаллоидных образований. Это показывает плейотопизм связей между различными глиальными и, вероятно, нейроглиальными контактами, что в свою очередь может существенно менять характер межклеточных соединений от контакта к контакту, обеспечивая мозаичную организацию мембран в каждой клетке нервной системы (Massa P.T., Mugnaini E., 1982).
Диффузия во внеклеточном пространстве мозга ограничена долей объема и проницаемостью, способных модифицировать уравнение диффузии, что требует дополнительного изучения транспорта многих молекул. При изучении веществ, поступающих из крови, необходимо учитывать проницаемость ГЭБ. Был проведен прямой анализ транспорта сахарозы радионуклеидными методами. В результате было выяснено, что в нормальных условиях доля межклеточного вещества в тканях мозга составляет около 20%. Скорость диффузии при этом составляла 1,6 ед., по сравнению с водой (2,6 ед.) (Syková E., Nicholson C., 2008).
118
В ЦНС внеклеточные взаимодействия включают в себя зоны между телами, отростками и синаптическими контатами нейронов, различными популяциями нейроглии и микрососудами. Тесное прилегание этих клеток сопровождается тем, что межклеточное вещество в норме составлено в основном зонами простых контактов, а это, в свою очередь, связано с обилием макромолекулярных комплексов межклеточной адгезии в межклеточном веществе. Структурная организация таких комплексов стала предметом интереса многих исследований последнего времени.
Из этих многообразных и нередко органоспецифичных структур наибольшее внимание уделено организации межэндотелиальных и эн- дотелиально-астроцитарных взаимодействий. Небезосновательно предполагается, что именно такие интегральные взаимосвязи лежат в основе ГЭБ и поддержании изоляции внутримозговых структур. Немаловажную роль в периваскулярных связях играет базальная мембрана со встроенными в ее дупликатурах перицитами. Именно межэндотелиальный и внутриэндотелиальный транспорт является базовой основой для поддержания водно-минерального равновесия (Pardridge W.M., 1998; Lee D.Y. et al., 2005).
Периваскулярное пространство межклеточного вещества кровеносных капилляров имеет диаметр просвета около 30–40 нм. Оно заполнено элементами непрерывной трехслойной базальной мембраны. Ее химических состав включает коллаген IV типа, гепарин сульфат, ламинин, фибронектин и другие внеклеточные матричные белки
(Brauer P.R., Keller J.M., 1988; Farkas E., Luiten P.G., 2001).
Состояние межэндотелиальных межклеточных соединений – весьма динамичный процесс, в том числе и взаимозависимый от активности нейронов и синаптических коммуникаций (Iladecola C. et al., 1997; Zonta M. et al., 2003). ГЭБ во многом определяется двумя компонентами внеклеточных структур: динамикой плотных контактов и целостностью базальной пластинки (сформированной базальной мембраной с прилежащими к ней перицитами). Их динамическая организация является результатом кооперации самих эндотелиоцитов с прилежащими к ним клетками, в первую очередь астроцитами (McCarron R.M. et al., 1991; Wolburg H., Lippoldt A., 2002; Nitta T. et al., 2003; Willis C.L. et al., 2004). Внеклеточное вещество периваскулярного окружения весьма значимо для контроля межэндотелиальных взаимодействий и активности самих эндотелиоцитов (Rascher G. et al., 2002). Эта связь между базальной мембраной и эндотелием обусловлена вполне доказанным материальным субстратом и осуществляется через ламинины и другие матричные белки, которые, в свою очередь, связаны с интегринами эндотелиоцитов. Эти взаимодействия значимы для функцио-
119
нальной активности эндотелия и экспрессии белков плотных контактов. Ламинин представляет собой крупномолекулярный тримерный гликопротеин базальной мембраны, соединенный со стороны базальной мембраны с коллагеном IV типа. Интегрины – трансмембранные белки-рецепторы, сцепляющие эндотелий и другие клетки с внеклеточными молекулами фибронектина, ламинина, перлекана (протеогликан гепарин сульфат) и агрина. Кроме функции прикрепления клеток с окружающими клеточными и внеклеточными образованиями, интегрины могут иметь значение как посредники функциональной и проли-
феративной активности клеток (Savettieri G. et al., 2000; Tilling T. et al., 2002).
Остановимся подробнее на этих важных с функциональной точки зрения белках. Интегрины – это гетеродимеры, нековалентно соединенные со специфическим лигандом, который может располагаться не только во внеклеточных структурах, но и на мембране соседней клетки
(Hynes R.O., 1992; del Zoppo G.J., Milner R., 2006). Интересным свой-
ством интегринов является способность влиять на клетку, преобразуя внеклеточные стимулы, связанные с адгезией клетки во внутриклеточные влияния. Эти контакты, обеспечивая фокальные взаимодействия, нередко соединяются с элементами цитоскелета (микротрубочки и тонкие микрофиламенты) (Sastry S.K., Horwitz A.F., 1996) и через них могут играть роль также в поддержании особенностей организации кортикального слоя клеток, их формы, связываться со специализированными, в том числе и плотными контактами. Если рассматривать соединения интегринов подробнее, то можно указать также, что внутриклеточный участок соединяется с белками цитоскелета через дистрофин и утрофин. Интегрины связываюся с ламинами, как у эндотелио-
циов, так и у астроцитов (Gesemann M. et al., 1996; Talts J.F. et al., 1999; Zaccaria M.L. et al., 2001; Zaccaria M.L. et al., 2001), что позволя-
ет предполагать опосредующую роль lamina densa базальной мембраны как интегратора периваскулярных образований в ЦНС и, в какой-то степени, организатора структурирования ее нейропиля. Таким образом, интегрины и ламинины, как опосредующие эту связь белки, должны быть значимы в процессе нейрогенеза. И действительно, дефект интегрина α6 в эмбриогенезе у мышей вызывает нарушение миграции нейронов в ЦНС. Это сопровождается нарушением послойного распределения нейронов в коре больших полушарий. Эти же эффекты наблюдаются при нарушении генерации ламинина 6ß1, который, как оказалось, является взаимосвязанным с указанным интегрином. К сожалению, в работах не приведены данные по влиянию этих факторов на васкулогенез и глиогенез (Georges-Labouesse E. et al., 1998; Rice D.S., Curran T., 2001). Однако в других исследованиях выявлено, что в
120