2015Сибирский НИИ сыроделия, сборник научных трудов

Библиографический список

1.МакСуини П.Л.Г. Практические рекомендации сыроделам / сост. П.Л.Г. МакСуини. - Пер. с англ. канд. техн. наук И.А. Шергиной. – СПб.: Профессия, 2010. – 354 с.

2.Гудков А.В. Сыроделие: технологические, биологические и физикохимические аспекты / Под ред. С.А. Гудкова, 2-е изд., испр и доп. – М: ДеЛи принт, 2004. – 804 с.

3.Гудков А.В. Влияние бактериофага на процесс выработки сыра / А.В. Гудков, В.М. Докукин, Ю.К. Фомичев и др.// Молоч. пром-сть, 1976. - № 5. - С. 7-12.

4.Lawrence R.C. Cheese starter under control / R.C. Lawrence, J. Gilles. – N.Z.J. Dairy Sci. and Technol., 1973, v. 18, № 3, P. 122-123.

5.Стейнер Р. Мир микробов / Р. Стейнер, Э. Эдельберг, Дж. Ингрэм. – Пер. с англ. под ред. д.б.н. Е.Н. Кондратьевой и д.б.н. С.В. Шестакова – М.: Мир, 1979. - т. 2, 332 с.

6.Докукин В.М. Влияние фаговой инфекции на развитие заквасочных штаммов в сыроделии / В.М. Докукин, А.В. Гудков, Н.И. Одегов. – В кн.: Повышение качества и эффективности производства натуральных сыров в районах Сибири и Дальнего Востока. Тез. докл. к науч.-практ. конф., Барнаул, 1979. - С. 190-191.

7.Saxellin M.-L. Partial characterization of a new C3-type capsul-dissolving phage of Streptococcus cremoris / M.-L. Saxellin, E.-L. Nurmaiho, M.P. Korhola, V. Sundman. – Canadian J. of Microbiology, 1979. - V. 25. - № 10. - P. 1182-1187.

8.Erickson R.J. Bacteriophage problems in the dairy industry. Their cause, characterization and cure / R.J. Erickson. – J. Dairy Ind. Int.,1980. - № 3. - P. 37-42.

9.Ганина В.И. Влияние бактериофагов на формирование органолептических свойств молочных продуктов / В.И. Ганина // Переработка молока. – 2003.

-№ 7 (45). – С. 7-8.

10.Ганина В.И. Фаговый фон на предприятиях, вырабатывающтих кисломолочные продукты / В.И. Ганина, И.Р. Волкова // Переработка молока. – 2005.

-№ 7 (68). – С.10.

11.Одегов Н.И. Литическая активность и видоспецифичность фагов молочнокислых стрептококков, циркулирующих на предприятиях Алтайского края и Казахстана /Н.И. Одегов, О.П. Одегова // Технология и техника сыроделия: тезисы семинара-совещания. – Барнаул, 1989. – С. 119-120.

12.Крылова В.П. Фагоустойчивая закваска / В.П. Крылова, Н.Г. Кононович, Н.Е. Зыкова. – Молочная пром-ть, 1979. - № 3. - С. 19-20.

13.Гудков А.В. Устойчивость к внешним факторам фагов мезофильных молочнокислых стрептококков / А.В. Гудков, В.М. Докукин, Ю.К. Фомичев и др. – Науч. тр. ВНИИ маслод. и сырод. пром-ти, 1979. - вып. 30. - С. 46-49.

14.Сельсков А.Н. Термоинактивация бактериофагов молочнокислых стрептококков / А.Н. Сельсков // Вестн. Белорус.ун-та, сер. 2: Химия, биология, геология, география. – 1976. - № 2. - С. 39-44.

11

15.Снятковский М.В. Бактериофаги в молочном производстве и борьба с ними / М.В. Снятковский, Р.З. Карычев, Г.П. Шаманова // Переработка молока.

–2006. - № 5 (79). – С. 20-21.

16.Гудков А.В. Источники бактериофагов молочнокислых бактерий на производственно-экспериментальном заводе ВНИИМС / А.В. Гудков, В.Б. Пак.

–Науч. тр. ВНИИ маслод. и сырод. пром-ти, 1973. - вып. 11. - С. 67-71.

17.Lawrence R.C. Action of bacteriophage on lactic acid bacteria: consequences and protection / R.C. Lawrence - N.Z.J. of Dairy Sci. And Technol., 1978. - V. 13. - № 3. - P. 129-136.

18.Каган. Я.Р. Разработать теоретические и практические основы селекции молочнокислых бактерий методами генной инженерии: Отчет о НИР (заключит.) / АФ ВНИИМС; Руководитель Я.Р. Каган. – Шифр 0419862.125.84; № ГР 01.84.0009744. – Отв. исполн. И.Я. Сергеева. – Барнаул, 1987. – 111 с.

19.Гудков А.В. Биологические методы подавления развития микрофлоры, вызывающей снижение качества сыра / А.В. Гудков, Г.Д. Перфильев, В.М. Докукин, Р.Н. Хандак – В кн.: производство молочных продуктов. Эффективность и качество. – М.: Пищ. пром-ть, 1979, С. 138-162.

УДК 637.1: 613.2

К методике приготовления «стерильных» фаголизатов

Н.И. Одегов, Р.В. Дорофеев, В.В. Ткаченко

ФГБНУ Сибирский научно-исследовательский институт сыроделия, г. Барнаул

Известно, что необходимым условием производства качественных ферментированных молочных продуктов, в первую очередь сыров, является высокая активность заквасочной микрофлоры, обеспечивающей оптимальный уровень биохимических процессов биотрансформации составных частей молока

[1].

Поэтому устранение или нивелирование перманентно существующей опасности фаголизиса бактериальных клеток заквасочных культур и сохранение тем самым требуемого высокого уровня молочнокислого процесса является одним из ключевых вопросов технологий как самих ферментированных продуктов, так и применяемых бактериальных препаратов.

Производство этих препаратов на этапе подбора штаммового состава априори включает тестирование заквасочных культур на устойчивость по отношению к коллекционным наборам специфических вирулентных бактериофагов. Это в некоторой мере предопределяет предполагаемую общую фагорезистентность бактериальных препаратов при их применении на производстве. Естественной составляющей этого процесса является постоянное поддержание и обновление таких коллекций, выделение новых линий фагов и их идентификация, определение спектра и уровня литической активности штаммов фагов или их ассоциаций и др.

12

Все это предполагает применение определенного арсенала методов и приемов работы с бактериофагами и индикаторными бактериальными культурами как составляющими системы «фаг-бактериальный хозяин».

Вцелом методы работы с бактериофагами базируются на детекции факта фаголизиса в основном по изменению оптических свойств культуральной среды, инокулированной клетками тестовой (индикаторной) бактериальной культуры.

Вработах по «фаговой» проблематике зачастую приходится иметь дело с субстратами, содержащими одновременно фаговые корпускулы и бактериальные клетки «индикаторной» или экзогенной этиологии. Интенсивное развитие «экзогенных» клеток или рост их колоний в опытной среде нивелирует возможность визуализации предполагаемого изменения ее оптической плотности, контролируемой в ходе проводимых тестов, и, кроме того, увеличивает вероятность возможного негативного воздействия метаболитов клеток контаминирующей микрофлоры на развитие индикаторных культур (проявление антагонизма). В целом это снижает адекватность, а порой и делает невозможным получение однозначных данных эксперимента.

Взадачу настоящей работы входила разработка доступных способов получения фаговых субстратов (ФС), свободных от жизнеспособных контаминирующих бактериальных клеток (т.е. стерильных с бактериальной точки зрения), обеспечивающих сохранение нативных свойств и популяционнобиологических параметров содержащихся в них бактериофагов и/или фаговых ассоциаций.

Материалы и методы:

Вкачестве объектов исследований служили нативные технологические субстраты (молоко и подсырная сыворотка), отобранные на одном из предприятий Алтайского края и их варианты, подвергнутые физико-химической обработке.

Вработе использовали 142 коллекционные культуры мезофильных лакто-

кокков: 76 штаммов Lactococcus subsp. lactis (Lc. lactis), 52 штамма Lactococcus lactis subsp lactis biovar diacetylactis (Lc. diacetylactis) и 14 штаммов Lactococcus lactis subsp. cremoris (Lc. cremoris) (каталог «Сибирская коллекция микроорганизмов», 2011 год). Поскольку на данном этапе работы в качестве индикатор-

ных применяли культуры только мезофильных лактококков, имеющих температурный оптимум роста клеток 30оС, далее значение температуры их инкубации не указывается.

Вработе применяли общепринятые в микробиологии питательные среды. Методы работы с бактериофагами в общем виде полностью или частично

включали манипуляции (шаги), осуществляемые по следующей схеме:

→отбор и подготовка тестируемого субстрата (пробы продукта, фаголиза-

та);

→ подготовка и предварительная (при необходимости) инокуляция тесткультурой пробирок (колб) с жидкой средой (питательный бульон для получения 4- и/или 18-часовых тест-культур фаголизатов) или чашек Петри с агаризованной средой (одного или двух слоев питательного агара с 1,5% или 0,6 % по

13

массе, соответственно), с предварительной инокуляцией или без нее тесткультурой (для выявления/учета количества бактериальных клеток или фагочастиц);

→«внутрьобъемное» внесение или поверхностное нанесение определенной аликвоты испытуемых субстратов, бактериальных культур, фаголизатов на или в вышеупомянутые среды;

→инкубация засеянных емкостей при оптимальной (в аспекте задач опыта) температуре в течение заданного времени (4, 18, 24 или 72 часа);

Вследствие длительности периода проводимых исследований исходные

отобранные порционированные субстраты при необходимости подвергали криоконсервации при минус 23 оС. Выявление бактериофагов в испытуемых образцах вели с применением дефростированной при комнатной температуре порции ФС.

О наличии в тестированных фаголизатах или ФС бактериофагов (или их ассоциаций), вирулентных к данной индикаторной культуре, судили по появлению на поверхности ее газона, полученного по вышеназванной схеме, негативных зон (зон лизиса), локализованных в местах нанесения аликвот образцов.

В ряде случаев проводили (путем 1-2 пассажей по аналогичной схеме) подтверждение фаговой природы появления таких зон, например при анализе молочных субстратов на фагосодержание.

Результаты и обсуждение Как уже отмечалось необходимым условием адекватности результатов фа-

госкрининга является устранение влияния на взаимоотношения составляющих тестируемой системы «фаг-бактериальный хозяин» нативной микрофлоры исследуемых проб ФС. Д ля получения «стерильных» субстратов используют различные технические приемы (термизация, фильтрация, обработка дезинфектантами, высушивание в защитной среде, центрифугирование и др.), причем выбор конкретного способа определяется прежде всего задачами и спецификой рабо-

ты [2, 3].

С целью выбора оптимального (применительно к нашим возможностям) способа были проведены сравнительные эксперименты по получению «стерильных» ФС с помощью хлороформирования или фильтрации через бактериальные мембраны.

Наличие вирулентных бактериофагов в исходных нативных ФС тестировали путем выявления их литической активности по отношению к культурам Lc. lactis (76 штаммов), (Lc. diacetylactis (52 штамма) и (Lc. cremoris (14 штаммов).

Дальнейшие эксперименты вели только с системами «ФС-индикаторная культура», для которых выявлены зоны задержки роста колоний клеток индикаторных культур (зоны лизиса) .

Эксперименты по «хлороформному варианту» вели по следующей схеме:

→отбор аликвоты образца;

→фильтрация через бумажный фильтр (для освобождения от крупных белковых конгломератов);

→внесение хлороформа (10 % по объему);

→термостатирование в течение выбранного периода времени;

14

→отбор аликвоты образца;

→отгонка паров хлороформа (для исключения возможного ингибирования роста клеток индикаторных культур) путем барботации реакторного объема стерильным воздухом (до исчезновения характерной окраски горящего факела выходящего воздуха);

→контроль «антибактериальной» чистоты пробы (глубинный высев на агаризованную питательную среду);

→контроль наличия/титра фаговых корпускул (двухслойный высев на газон индикаторных культур).

В экспериментах по оптимизации параметров хлороформирования этапы, начиная с четвертого, повторялись.

В «фильтрационных» экспериментах после стадии «фильтрация через бумажный фильтр» образец фильтровали через бактериальную мембрану с последующими контрольными высевами по приведенной схеме. В опытах применяли дисковые ацетат-целлюлозные фильтры ФМАЦ-0,20 (11107) диаметром 25 мм

ипроницаемостью 200 нм (ВЛАДИСАРТ).

Эксперименты по «хлороформному» варианту были проведены с ФС ФА4 (проба подсырной сыворотки).

Реакторный объем этой пробы включал аликвоты, отбираемые на всех последующих этапах эксперимента. Пробу помещали в термостат и вели пошаговый отбор контрольной аликвоты (10-15 мл) через 2; 4; 6 и 26 часов инкубации с последующими манипуляциями по приведенной схеме. В качестве индикаторных служили культуры Lc. lactis (штаммы №№ 1, 2, 29 и 40).

Высев нативного (исходного) ФС ФА4 («нулевое» разведение) на уровень контаминации общей микрофлорой выявил наличие интенсивного роста колоний микроорганизмов разной таксономии (например, плесеней) с преобладанием колоний морфологически комплементарных молочнокислым бактериям. Колонии локально сливались в сплошной бактериальный газон.

Аналогичными высевами опытных аликвот, отобранных после заявленных выше периодов инкубации, установлено, что начиная с точки «4 часа» признаков роста микрофлоры образцов не выявлено; для 2-часовой аликвоты обнаружено появление лишь единичных колоний, возможно «внешней» этиологии.

Высев аликвот (нативной и всех отобранных) на фагосодержание (наличие/титр фагочастиц) выявил образование негативных зон для всех 20 тестируемых систем «ФС-индикаторная культура». При этом морфология этих зон применительно к соответствующей индикаторной культуре для всех точек отбора, была практически идентична таковой для нативного образца. Предполагаемый титр фагов (установленный в постановочном опыте для одной системы «фаговая ассоциацияштамм Lc. lactis 2 ») достигал порядка 4х104 БОЕ/мл и незначительно отличался от такового для нативного варианта.

Таким образом, результаты свидетельствуют, что примененные режимы хлороформирования позволяют получать субстраты, сохраняющие (без учета возможных изменений штаммового состава фагового пула пробы) близкую к исходной интегральную литическую активность соответствующих ФА и, вместе с тем, не содержащие жизнеспособных бактериальных клеток.

15

Эксперименты с фильтрационным способом получения «стерильных» ФС вели с применением ФС ФА1, ФА2 и ФА4 по приведенной выше схеме. Необходимо отметить, что, несмотря на предварительные прогоны через бумажный фильтр, процесс фильтрации проб такой дисперсности через бактериальные мембраны был достаточно трудоемок; постфильтрационный объем составил не более 10-12 мл для каждого из исследованных ФС.

Высев всех отфильтрованных субстратов, как и ожидалось, не выявил наличия в них клеток контаминирующей микрофлоры.

Фагосодержание этих 3-х «стерильных» субстратов определяли вышеназванным способом аналогично нативным ФС.

В опытах с «фильтрационными» ФС выявлено неожиданно малое по сравнению с нативными ФС число негативных зон (всего 11 систем), однако последнее свидетельствует скорое всего лишь о достаточно малой встречаемости бактериофагов, морфологически способных пройти через поры примененной мембраны (200 нм).

Однако, применение мембран более высокой проницаемости (около 500 нм) способно, конечно, обеспечить получение «стерильных» ФС с фагосодержанием, адекватным нативному [4]. Использование такого способа наиболее предпочтительно (по сравнению с хлороформированием), поскольку в больше мере гарантирует сохранение всего популяционно-морфологического многообразия штаммового состава ФА, содержащихся в тестируемых субстратах.

Кроме того, «хлороформный» эффект в данном случае основан на гибели бактериальных клеток, однако, не исключена при этом и потеря хлороформлабильных штаммов/корпускул фагов. Естественно, что степень выраженности этого эффекта в отношении бактериофагов менее значима по сравнению с бактериальными клетками любой таксономии, поскольку биологические структуры меньшей иерархии сложности априори более толерантны к любым негативным воздействиям окружающей среды.

Выбор конкретного способа детерминируется целями и техническими возможностями исследователя.

Таким образом, примененные способы «антибактериальной» обработки ФС (хлороформирование и фильтрация через бактериальные мембраны) в условиях опытов обеспечили достаточную «фаговую» идентичность исходных нативных и обработанных субстратов. Это позволяет обеспечивать высокую адекватность экспериментальных данных тестирования бактериальных культур/препаратов и результатов фагомониторинга сыродельных предприятий.

Выводы

1.Примененные способы обработки фаголизатов и ФС (хлороформирование и фильтрация через бактериальные мембраны) обеспечивают получение ФС, свободных от жизнеспособных бактериальных клеток контаминирующией микрофлоры любой этиологии и сохраняющих фаговые свойства нативных субстратов.

2.Для получения «стерильных» ФС наиболее рациональным (достаточно

адекватным, менее трудоемким и более производительным) способом можно считать 4-часовое хлороформирование субстрата при 37оС.

16

3. Вопрос сохраняемости штаммового состава ФА из-за «выпадения» при этом хлороформлабильных вариантов бактериофагов, возможно содержащихся в субстрате, требует дополнительных исследований.

Библиографический список

1.Гудков А.В. Сыроделие: технологические, биологические и физикохимические аспекты / Под ред. С.А. Гудкова, 2-е изд., испр. и доп. – М: ДеЛи принт, 2004. – 804 с.

2.Одегов Н.И. Повышение фагоустойчивости бактериальных заквасок для сыров с низкой температурой второго нагревания методами индуцированного мутагенеза : диссер. канд. техн. наук: 05. 18. 04 / Н.И. Одегов. – Углич, 1981, -

134 с.

3.Перетрухина А.Т. Бактерийные и вирусные препараты: учебник / А.Т. Перетрухина, Е.И. Блинова. – М.: Издательство "Академия Естествознания". - 2010. - 241 с.

4.Волкова И.Р. Разработка метода индикации бактериофагов, лизирующих молочнокислые бактерии: автореф. дис. ... канд. техн. наук: 05.18.07 / И.Р.

Волкова – М., 2007. – 25 с.

УДК 637.3; 637.33

Исследование изменения физико-химических

имикробиологических показателей полутвердого сыра

впроцессе хранения

З.Т. Смагулова, Е.А. Зайтенов

Семейский филиал ТОО «Казахский научно-исследовательский институт перерабатывающей и пищевой промышленности», КХ «Е.Зайтенов» г. Семей, Республика Казахстан

Сыроделие принадлежит к числу производств, в которых микробиологические процессы играют важнейшую роль. Формирование сыра как продукта с определенными показателями происходит при участии микроорганизмов в сложных биохимических процессах. Молочнокислая микрофлора преобразует компоненты молока в соединения, обусловливающие органолептические показатели сыра, его питательную и биологическую ценность, создает благоприятные условия для развития технически вредных для сыра и опасных для здоровья человека микроорганизмов [1].

Сыр представляет собой нежный продукт, хранение который постоянно находится в процессе развития, поэтому при его хранении должны соблюдаться определенные условия. Целью хранения является создание внешних условий, необходимых для того, чтобы как можно лучше контролировать цикл созревания.

При несоблюдении режима хранения в сырах могут происходить следующие процессы, влияющие на вкус, консистенцию, а следовательно на качество

17

сыра в целом: усушка, при повышенной температуре; замерзание, в условиях низких отрицательных температур; развитие слизистых бактерий и плесени, вследствие хранения при повышенной влажности; деформации, при хранении с температурой выше 15°С сыр размягчается и деформируется.

При неправильном хранении возможны возникновение следующих дефек-

тов:

Аммиачный вкус и запах – вследствие недостаточного ухода за коркой. Пустой вкус - у сыров, подвергавшихся замораживанию.

Твердая, грубая консистенция – длительное хранение сыра без покрытий Подкорковая плесень – возникает в результате нарушения целостности

корки через малозаметные трещины, из-за чего внутрь корки и сыра проникают воздух и споры плесени.

Подопревание корки – результат несвоевременного переворачивания, мойки или перетирания сыра, заражение корки гнилостными бактериями, хранение сыра со слабой коркой в закрытых ящиках; повышенная влажность в хранилище, непросушенные стеллажи сопутствуют этому дефекту [2].

Впроцессе хранения в сырах продолжаются изменения в результате развития микроорганизмов на корке и воздействия физических факторов на структуру сыра. При хранении качество сыров может улучшаться. Кроме этого в дальнейшем хранении полностью созревших сыров они могут перезревать и за счет накопления большого количества продуктов распада белков приобретать излишне острый, а иногда и прогорклый вкус.

Всырах содержится от 40 до 50 % влаги. В свободном состоянии находится около 75-80 % влаги, остальная - в связанном, поэтому в процессе хранения сыр теряет в весе (усыхает), т.к. часть воды испаряется. На размер усушки влияют многие факторы: размер головки сыра, качество покрытия, состояние корки, содержание влаги в сыре, условия хранения (температурный режим, относительная влажность воздуха и т.д.) [3].

Наиболее доступным фактором, определяющим условия хранения сыров, является температура. С понижением температуры уменьшается скорость микробиологических и ферментных процессов, т.е. происходит консервация продукта.

Вслучае хранения при отрицательных температурах сыры почти не требуют ухода, так как полностью приостанавливается развитие микроорганизмов.

С учетом вышеизложенного, Семейским филиалом ТОО «Казахский науч- но-исследовательский институт перерабатывающей и пищевой промышленности» проводятся исследования по изучению влияния сроков и условий хранения на физико-химические и микробиологические показатели полутвердого сыра.

Цель работы - установления сроков хранения новых видов полутвердых сыров с ускоренным сроком созревания и освоение их технологии в промышленных условиях с определением комплекса качественных показателей.

Опытные партии сыров выработаны в производственных условиях сырцеха КХ «Е.Зайтенов», в соответствии с технологической инструкцией и созревали в течение 15 суток при температуре (10±2)°С и относительной влажности

18

воздуха 90 %, упакованы в многослойную термоусадочную пленку в возрасте 7 суток.

Впроводимых исследованиях изучали хранение полутвердых сыров при температуре (4±2) 0С и (9±1)0С в течение 45 суток, с интервалом в 5 суток.

Впроцессе хранения у сыров происходило понижение активной кислотности и массовой доли влаги, причем оно зависело не только от температуры хранения, но и от способа хранения сыра. У сыров, упакованных в полимерную пленку, величина активной кислотности понижалась несколько быстрее, чем у сыров, хранившихся без пленки.

Результаты исследований изменения массовой доли влаги и активной кис-

лотности сыра от продолжительности хранения при температурных режимах: t=4±20 С и t=9±10 С отражены в таблице 1.

Таблица 1 - Изменение массовой доли влаги и активной кислотности сыра от продолжительности хранения

По результатам исследований физико-химических показателей была определена оптимальная температура хранения (4±2) 0С, при данном режиме показатели массовой доли влаги и активной кислотности соответствуют требования для данных видов полутвердых сыров.

При t=9±10 С на 5 сутки происходит резкое снижение массовой доли влаги и активной кислотности, это показывает, что при данном режиме сыры можно хранить в течение 20 суток.

Учитывая, что одним из наиболее важных потребительских свойств пищевых продуктов является свойство сохраняемости, на следующем этапе изучали возможность продления сроков хранения полутвердых сыров. Сыры, упакованные в термоусадочную пленку из полимерного материала хранили при t=2 0С и относительной влажности воздуха 85%.

В испытательной лаборатории по испытаниям продукции АО «Национальный центр экспертизы и сертификации» исследованы органолептические и фи- зико-химические показатели полутвердых сыров по истечении 60 суток хранения.

Полученные результаты приведены ниже:

19

-внешний вид - корочка сыра ровная, тонкая, без повреждений, покрытая полимерной пленкой под вакуумом, плотно прилегающей к поверхности сыра, поверхность сыра чистая.

-вкус и запах – чистый, кисломолочный, в меру соленый, выраженный сырный, слегка кисловатый.

-консистенция - тесто нежное, умеренно плотное, пластичное, однородное по всей массе;

-рисунок - на разрезе сыра рисунок состоит из мелких глазков круглой, угловатой и овальной формы, равномерно расположенных по всей массе.

Цвет теста: слегка желтоватый, однородный во всей массе. Физико-химические показатели: массовая доля влаги – 46,85 %; жира в су-

хом веществе – 30,2 %; поваренной соли – 2,1 %.

Для установления гарантированных сроков годности полутвердых сыров

определяли изменение перекисных чисел липидов, выделенных из хранившегося сыра и содержание растворимого азота в созревшем сыра при t =20С.

Перекисное число липидов составило - 0,45 ммоль активного кислорода/кг; содержание растворимого азота - 22,71 %.

Микробиологические исследования образцов сыра проводились в аккредитованной лаборатории Комитета ветеринарного контроля и надзора МСХ РК «Республиканская ветеринарная лаборатория».

Полученные результаты приведены в таблице 2.

Таблица 2- Микробиологические показатели полутвердых сыров в процессе хранения

Таким образом, анализируя результаты проведенных исследований по определению изменения физико-химических и микробиологических показателей исследуемых образцов полутвердых сыров, можно сделать вывод о том, что сыры при t=2°С и относительной влажности воздуха 80±5%, без изменения качественных показателей хранится в течение 60 суток.

Список литературы

1. Гудков, С.А. Сыроделие: технологические, биологические и физикохимические аспекты. - Москва: ДеЛи принт, 2004. - С. 101-118.

20