Журнал неврологии и психиатрии / 2010 / NEV_2010_07_041

Болезнь Паркинсона (БП) — хроническое нейродегенеративное заболевание, характеризующееся нарушениями двигательной активности — тремором, ригидностью, брадикинезией, а на поздней стадии и когнитивными расстройствами [2]. Высокая распространенность этого заболевания и большие финансовые затраты на реабилитацию и лечение больных делают это заболевание социально

значимым [13, 15, 19]. Дегенерация дофаминергических нейронов черной субстанции (ЧС) приводит к деафферентации стриатума, что является ключевым звеном патогенеза БП [4, 14]. Этот процесс протекает у больных в течение десятилетий без клинических проявлений, что, вероятно, объясняется включением компенсаторных механизмов [42]. Действительно, первые симптомы появляют-

ся у больных БП только после дегенерации 50—60% дофаминергических нейронов в ЧС и снижения уровня дофамина в стриатуме на 70—80%, т.е. на поздней стадии развития заболевания [6, 23, 24, 32]. Поскольку лечение больного начинается только в это время, оно не настолько эффективно, как могло бы быть на ранних этапах развития болезни. Поэтому необходима разработка преклинической диагностики и превентивного лечения БП, чему должно предшествовать экспериментальное моделирование этого заболевания в преклинической (досимптомной) стадии. Создание такой модели позволит исследовать компенсаторные процессы, включающиеся в нигростриатной системе, а также идентифицировать эндогенные маркеры паркинсонизма и разработать методы его превентивной терапии.

Целью данной работы явилось моделирование преклинической и ранней клинической стадии БП (сразу же после появления изменений моторного поведения) на мышах путем системного введения 1-метил-4-фенил- 1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП) — специфического нейротоксина дофаминергических нейронов — и ее комплексный анализ.

Материал и методы

В работе использовано 80 мышей-самцов линии C57BL/6 в возрасте 2,5—3 мес, с массой тела 22—26 г. У всех животных за день до введения и на 14-й день после введения МФТП оценивали моторное поведение в тесте «открытое поле» в автоматизированном режиме с помощью системы Opto-Varimex-3 («Columbus instruments», США), измеряя в течение 3 мин пройденный путь, время без движений, число вертикальных стоек [22]. Дополнительно определяли длину шага, когда животное двигалось по прямой линии [39].

Животным подкожно вводили МФТП в дозе 12 мг/кг в 1-м эксперименте двухкратно (2×12 мг/кг), во 2-м — четырехкратно (4×12 мг/кг) с 2-часовым интервалом. В контроле вводили физраствор (0,9% NaCl). Все манипуляции с животными были проведены в соответствии с протоколом, утвержденным комитетом по охране животных Института биологии развития РАН, находящимся в соответствии с национальными и международными требованиями.

ранее [41]. В окончательном виде представлены изменения содержания этих веществ в ЧС и их концентраций в стриатуме в опыте по отношению к контролю, принятому за 100%.

Часть материала была использована для двойного иммунофлюоресцентного мечения нервных волокон стриатума, в которых выявляли тирозингидроксилазу (ТГ) и декарбоксилазу ароматических аминокислот (ДАА) на «плавающих» срезах (30 мкм) замороженного мозга. Иммуногистохимическую реакцию проводили в соответствии с методикой, описанной ранее [1].

Вторая часть материала была использована для пероксидазного моно-иммуномечения ТГ, первого скорость-лимитирующего фермента синтеза дофамина, в нейронах компактной части ЧС. На криостате Leica (Германия) приготавливали фронтальные серийные срезы в области ЧС толщиной 20 мкм и монтировали их на предметные стекла. На одно стекло монтировали срезы от контрольного и опытного животных. Далее иммуногистохимическое выявление ТГ проводили в соответствии с методикой, описанной ранее [5].

Срезы стриатума с двойным флюоресцентным иммуногистохимическим мечением ТГ и ДАА исследовали в конфокальном микроскопе Leica TCS 4D (Германия). На «оптических» срезах толщиной 0,12 мкм с помощью программы ImageJ подсчитывали количество биферментных терминалей ТГ(+)/ДАА(+) в 4 условно обозначенных областях дорсального стриатума, а именно в их центральной зоне площадью 900 мкм2. Срезы ЧС после пероксидазного моноиммуномечения ТГ исследовали в световом микроскопе Olympus BX51 (Япония), оснащенном цифровой камерой Olympus DP70 (Япония) при увеличении объектива ×10. Анализ изображений срезов осуществляли с помощью программы АnalySIS 5.0. (Olympus, Япония). На каждом срезе обводили область «компактной части» ЧС, содержащей тела дофаминергических нейронов, в соответствие с атласом [30] и рекомендациями [28]. После этого подсчитывали количество нейронов, причем только с видимым ядром.

Полученные данные обрабатывали статистически с помощью F-теста для определения однородности выборки и теста Стьюдента для определения достоверности различий.

лина, наблюдалась тенденция к увеличению уровня дофамина и происходило увеличение содержания ГВК на 50% и 5-ГТ на 67% (см. рис. 1, Б). После введения МФТП в дозе 4×12 мг/кг в стриатуме происходило снижение концентрации дофамина на 75%, ДОФУК на 40%, ГВК на 45% и увеличение соотношений ДОФУК/ДА на 155% и ГВК/ДА на 135% (р<0,05) (см. рис. 1, В). В ЧС не изменялся уровень дофамина, происходило снижение содержания ДОФУК на 27%, ГВК на 23%, и падение соотношений ДОФУК/ДА на 26% и ГВК/ДА на 21% (см. рис. 1, Г).

Количественный иммуноцитохимический анализ аксонов в стриатуме. В контроле в стриатуме обнаружены многочисленные терминали, содержащие оба фермента синтеза дофамина — ТГ и ДАА (рис. 2, А, Б). Через 14 дней после введения МФТП в дозе 2×12 мг/кг плотность (количество волокон на единицу площади) биферментных терминалей уменьшилась на 59% (см. рис. 2, В, Г). После введения МФТП в дозе 4×12 мг/кг наблюдалось снижение плотности биферментных терминалей на 68% (рис. 3, А).

Количественный анализ дофаминергических нейронов в компактной части ЧС. При введении МФТП в дозе 2×12 мг/кг в ЧС наблюдалось снижение количества нейронов на 26%, а при дозе МФТП 4×12 мг/кг — на 43% (см. рис. 3, Б).

Обсуждение

Методологические вопросы. Задачей данного исследования являлась разработка экспериментальной модели досимптомной и ранней симптомной стадий паркинсонизма, вызванного путем многократных введений в малых дозах МФТП, специфического нейротоксина дофаминергических нейронов. МФТП после системного введения в

организм поступает в общую систему циркуляции, проходит через гематоэнцефалический барьер, захватывается астроцитами, в которых превращается сначала с помощью моноаминооксидазы (МАО) Б в 1-метил-4-фенил- дигидроксипиридин (МФДП), а затем либо в самом астроците, либо за его пределами спонтанно окисляется в

МФП+ — активный токсин. МФП+, обладая структурным сходством с дофамином, захватывается из межклеточной среды в дофаминергические нейроны с помощью мембранного транспортера дофамина [40], нарушает окислительное фосфорилирование и вызывает дегенерацию нейрона [27, 34].

Моделирование паркинсонизма с помощью МФТП было выбрано нами по нескольким причинам. Во-первых, МФП+ сходен по структуре с N-метил-норсалсолинолом, специфическим эндогенным нейротоксином, который

был обнаружен в спинномозговой жидкости и ЧС у людей с БП и способен вызывать дегенерацию дофаминергических нейронов нигростриатной системы [26]. In vitro это вещество снижает активность ТГ в стриатуме крыс и оказывает повреждающее действие на ДНК нейронов [35], что может являться одной из причин гибели дофаминергических нейронов. Во-вторых, после введения МФТП возникают изменения моторного поведения (мышечная ригидность) у мышей, похожие по характеру на нарушения двигательной активности у человека при БП.

В-третьих, на сегодняшний день существует несколько работ, доказывающих токсическое действие МФП+ одновременно на многие катехоламинергические системы мозга у мышей, а возможно, и на весь организм, что пока не показано на животных. Следует также отметить, что нарушения в работе всех систем организма являются важной характеристикой патогенеза БП у человека [8, 33].

Хотя моделирование паркинсонизма на мышах широко используется, в литературе в основном описано моделирование БП под действием больших доз нейротоксинов, при которых нигростриатная система быстро дегенерирует (для мышей — МФТП 40 мг/кг и более), что сопровождается грубыми изменениями моторного поведения [9, 12, 38]. При этом компенсаторные механизмы не успевают развиться в полной мере, а сами модели воспроизводят позднюю фазу клинической стадии БП у человека. Как мы обнаружили ранее при использовании гораздо более низких доз нейротоксина, введение МФТП в дозе 16 мг/кг приводит к развитию досимптомной стадии паркинсонизма, сопровождающейся дегенерацией аксонов дофаминергических нейронов в стриатуме, но не тел нейронов в ЧС. В незначительно более высокой дозе — 20 мг/кг

— МФТП уже вызывает развитие симптомной стадии на фоне дегенерации не только аксонов в стриатуме, но и тел дофаминергических нейронов в ЧС [3]. Тем не менее нам не удалось получить адекватную модель БП в преклинической стадии, вызванную дегенерацией не только аксонов, но и тел дофаминергических нейронов, при однократном введении нейротоксина. Для достижения этого эффекта в данной работе была использована доза МФТП 12 мг/кг, при которой происходит дегенерация только дофаминергических аксонов в стриатуме [1], однако его действие пролонгировали за счет повторного введения через 2 ч.

Важно подчеркнуть, данная работа является одной из первых, в которой использован комплексный методический подход к анализу экспериментальной модели БП. Действительно, количество такого рода исследований крайне ограничено, причем до сих пор в них давалась оценка только поздней фазы клинической стадии БП [16, 21]. Анализ материала в данной работе проводили через 2 нед после введения МФТП, поскольку именно к этому времени заканчиваются спровоцированные нейродегенеративные процессы [25].

Поскольку нами моделируется дегенерация нигростриатных дофаминергических нейронов, для оценки их функционального состояния в качестве маркера была выбрана ТГ. Для тел нейронов в ЧС этот маркер является необходимым и достаточным, поскольку в этой области содержатся только дофаминергические нейроны. Для выявления дофаминергических волокон в стриатуме было использовано двойное мечение обоих ферментов синтеза дофамина — ТГ и ДАА. Хотя эти же ферменты содержатся и в норадренергических волокнах, их количество в стриатуме у мышей несоизмеримо меньше количества дофаминергических волокон [17], что позволяет ими пренебречь при дальнейшем подсчете дофаминергических волокон. ДАА также содержится в серотонинергических волокнах, количество которых в стриатуме довольно велико [31], однако эти волокна не содержат ТГ.

Досимптомная стадия паркинсонизма. Через 2 нед после введения МФТП в дозе 2×12 мг/кг изменения моторного поведения отсутствовали. При этом концентрация

дофамина в стриатуме снизилась на 57%, т. е. не достигла порогового уровня снижения на 70—80%, при котором появляются первые нарушения моторики [7]. Интересно, что уровни ДОФУК и ГВК в стриатуме падают в меньшей степени, следовательно, увеличились отношения ДОФУК/ДА и ГВК/ДА. Эти данные косвенно свидетельствуют об увеличении активности основного фермента деградации дофамина — МАО, что плохо согласуется с литературными данными [20] и требует дальнейшего анализа. Исходя из того, что в опыте уровень дофамина и содержание дофаминергических аксонов снижаются на одну и ту же величину — 57% — следует, что среднее содержание дофамина в единичном аксоне не меняется в опыте по сравнению с контролем.

В отличие от стриатума, в ЧС уровень дофамина и его метаболитов (за исключением ГВК), а также отношения между ними остаются без изменений при введении МФТП

вдозе 2×12 мг/кг. Увеличение уровня ГВК при неизменном уровне ДОФУК, возможно, связано с усилением активности катехол-О-метил-трансферазы, которая также расщепляет дофамин, но без образования ДОФУК. В отличие от аксонов в стриатуме, число нейронов в ЧС уменьшилось на 28% при неизменном общем содержании

вних дофамина. Это означает, что содержание дофамина

всохранившихся в опыте дофаминергических нейронах выше, чем в контроле, на 77%.

Спомощью высокоэффективной жидкостной хроматографии с электрохимической детекцией определяется преимущественно внутриклеточное содержание дофамина. В досимптомной стадии паркинсонизма на фоне повышенного содержания дофамина в телах нейронов ЧС наблюдается его нормальный уровень содержания внутри аксонов стриатума, так как процент дегенерации волокон равен проценту падения дофамина. Это может быть результатом усиления деградации дофамина посредством МАО-А, о чем косвенно свидетельствуют увеличение отношений ДОФУК/ДА и ГВК/ДА, увеличение скорости выделения дофамина из сохранившихся в опыте аксонов или снижение скорости обратного захвата дофамина в нейроны из межклеточного пространства. В отличие от аксонов в стриатуме, в телах этих нейронов в ЧС в опыте увеличено содержание дофамина, что скорее всего является результатом усиления его синтеза за счет увеличения экспрессии и/или активности ТГ.

Симптомная стадия паркинсонизма. Через 2 нед после введения МФТП в дозе 4×12 мг/кг наблюдались изменения моторного поведения, причем только по 2 наиболее чувствительным тестам — по длине шага и длине пробега. Следовательно, при данной дозе моделируется ранняя фаза клинической стадии БП. Падение дофамина в стриатуме в этом эксперименте составило 75%, т.е. достигло порогового уровня, при котором у человека начинают проявляться симптомы БП [6]. При этом число дофаминергических волокон снизилось на 68%. В большей степени по сравнению с предыдущим опытом снизилась и концентрация продуктов деградации дофамина (ДОФУК и ГВК). При этом отношение продуктов деградации дофамина к самому дофамину возросло.

При введении МФТП в дозе 4×12 мг/кг в ЧС не изменяется общее содержание дофамина, а число нейронов уменьшается на 43%. Это означает, что как и при дозе МФТП 2×12 мг/кг, при дозе 4×12 мг/кг внутринейрональное содержание дофамина увелчивается более чем на

70%. В отличие от опыта с введением МФТП в дозе 2×12 мг/кг, при введении 4×12 мг/кг уменьшается концентрация продуктов деградации дофамина, что, возможно, обусловлено снижением активности МАО.

Результаты наших экспериментов показали, что дофаминергические волокна стриатума подвержены дегенерации в большей степени, чем тела нейронов ЧС. Очевидно, это является результатом более выраженного токсического влияния МФП+ на аксоны, чем на тела нейронов, и объясняется более высокой концентрацией мембранного транспортера дофамина в аксонах по сравнению с телами нейронов [29]. При таком распределении мембранного транспортера дофамина МФП+ должен в большей степени захватываться в аксоны, чем в тела нейронов [37]. Это означает, что дегенерацию тел нейронов, малочувствительных к действию нейротоксина, можно вызвать путем либо увеличения однократной дозы, либо пролонгирования действия токсина, используемого в относительно небольшой дозе. Последний подход и был использован в данной работе.

Предполагается, что после того, как МФП+ захватывается в дофаминергические нейроны на уровне терминалей аксонов, он путем ретроградного аксоплазматического транспорта может со временем достигать тел нейронов и также вызывать их гибель [10, 36]. Нельзя исключить и возможность того, что дегенерация нейронов, начавшаяся на уровне аксонов, может быть обратимой и со временем сопровождаться образованием новых аксонов. Приведен-

ные данные позволяют предположить, что при относительно низкой межклеточной концентрации гипотетического эндогенного фактора — специфического нейротоксина дофаминергических нейронов у человека при БП, преклиническая стадия заболевания также, как и на экспериментальной модели, начинается с дегенерации аксонов, обладающих большей способностью к захвату этого токсина по сравнению с телами нейронов. Также в литературе имеются данные о том, что увеличение окисления дофамина в стриатуме вызывает повышение уровня свободных радикалов, которые запускают гибель клетки [11]. Кроме того, дофаминергические нейроны компактной части ЧС имеют дефицит антиоксидантной системы, например, таких ее компонентов, как Ca2+-связывающего протеина и глютатион-синтетазы [18]. Согласно существующим представлениям [23], при значительном повреждении нигростриатной системы могут включаться процессы запрограммированной клеточной гибели, в основе которых лежит вышеописанный механизм.

Таким образом, на мышах с помощью МФТП смоделирована преклиническая стадия БП, при которой наблюдается снижение числа дофаминергических аксонов в стриатуме и тел нейронов в ЧС без изменения моторного поведения, а также ранняя фаза клинической стадии, при которой усиливаются метаболические и органические изменения в нигростриатных дофаминергических нейронах, что сопровождается первыми проявлениями нарушения моторных функций.

делирование преклинической стадии болезни Паркинсона. Рос физиол журн 2010.

2.Крыжановский Г.Н., Карабань И.Н., Магаева С.В. и др. Болезнь Паркинсона (этиология, патогенез, клиника, лечение, профилактика). М: Медицина 2002.

3.Хаиндрава В.Г., Кудрин В.С., Кучеряну В.Г. и др. Экспериментальное моделирование клинической и преклинической стадий болезни Паркинсона. Бюлл эксперим биол и мед 2010.

4.Albin R.L., Young A.B., Penney J.B. The functional anatomy of basal ganglia disorders. Trends Neurosci 1989; 12: 366—375.

5.Beltramo M., Calas A., Chernigovskaya E. et al. Postnatal development of the suprachiasmatic nucleus in the rat. Morpho-functional characteristics and time course of tyrosine hydroxylase immunopositive fibers. Neuroscience 1994; 63: 603—610.

6.Bernheimer H., Birkmayer W., Hornykiewicz O. et al. Brain dopamine and the syndromes of Parkinson and Huntington. Clinical, morphological and neurochemical correlations. J Neurol Sci 1973; 20: 415—455.

7.Bezard E., Dovero S., Prunier C. et al. Relationship between the appearance of symptoms and the level of nigrostriatal degeneration in a progressive 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-lesioned macaque model of Parkinson’s disease. J Neurosci 2001; 21: 6853—6861.

8.Braak H., Del Tredici K., Rub U. et al. Staging of brain pathology related to sporadic Parkinson’s disease. Neurobiol Aging 2003; 24: 197—211.

9.Burns R.S., Chiueh C.C., Markey S.P. et al. A primate model of parkinsonism: selective destruction of dopaminergic neurons in the pars compacta of the substantia nigra by N-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyri- dine. Proc Natl Acad Sci USA 1983; 80: 4546—4550.

10.Campbell K.J., Takada M., Hattori T. Evidence for retrograde axonal transport of MPP+ in the rat. Neurosci Lett 1990; 118: 151—154.

11.Cohen G. Monoamine oxidase and oxidative stress at dopaminergic synapses. J Neural Transm Suppl 1990; 32: 229—238.

12.Colotla V.A., Flores E., Oscos A. et al. Effects of MPTP on locomotor activity in mice. Neurotoxicol Teratol 1990; 12: 405—407.

Neurol 2006; 5: 525—535.

14.Ehringer H., Hornykiewicz O. Distribution of noradrenaline and dopamine (3-hydroxytyramine) in the human brain and their behavior in diseases of the extrapyramidal system. Klin Wochenschr 1960; 38: 1236—1239.

15.Findley L.J. The economic impact of Parkinson’s disease. Parkinsonism Relat Disord 2007; 13 Suppl: S8—S12.

16.Francis J.W., Von Visger J., Markelonis G.J., Oh T.H. Neuroglial responses to the dopaminergic neurotoxicant 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydro- pyridine in mouse striatum. Neurotoxicol Teratol 1995; 17: 7—12.

17.Gobert A., Billiras R., Cistarelli L., Millan M.J. Quantification and pharmacological characterization of dialysate levels of noradrenaline in the striatum of freely-moving rats: release from adrenergic terminals and modulation by alpha2-autoreceptors. J Neurosci Methods 2004; 140: 141—152.

18.Hirsch E.C., Faucheux B., Damier P. et al. Neuronal vulnerability in Parkinson‘s disease. J Neural Transm Suppl 1997; 50: 79—88.

19.Hoehn M.M., Yahr M.D. Parkinsonism: onset, progression and mortality. Neurology 1967; 17: 427—442.

20.Husain M., Shukla R., Dikshit M. et al. Altered platelet monoamine oxidase- B activity in idiopathic Parkinson’s disease. Neurochem Res 2009; 34: 1427—1432.

21.Jackson-Lewis V., Jakowec M., Burke R.E., Przedborski S. Time course and morphology of dopaminergic neuronal death caused by the neurotoxin 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine. Neurodegeneration 1995; 4: 257—269.

22.Kryzhanovsky G.N., Kucheryanu V.G., Krupina N.A. et al. Еffects of fibro-

blast growth factors on MPTP-induced parkinsonian syndrome in mice. Рathophysiology 1997; 4: 59—67.

23.Lev N., Melamed E., Offen D. Apoptosis and Parkinson’s disease. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiat 2003; 27: 245—250.

24.Maruyama W., Akao Y., Youdim M.B. et al. Transfection-enforced Bcl-2 overexpression and an anti-Parkinson drug, rasagiline, prevent nuclear accumulation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase induced by an endogenous dopaminergic neurotoxin, N-methyl(R)salsolinol. J Neurochem 2001; 78: 727—735.

25.Mitsumoto Y., Watanabe A., Mori A., Koga N. Spontaneous regeneration of nigrostriatal dopaminergic neurons in MPTP-treated C57BL/6 mice. Biochem Biophys Res Commun 1998; 248: 660—663.

26.Moser A., Scholz J., Nobbe F. et al. Presence of N-methyl-norsalsolinol in the CSF: correlations with dopamine metabolites of patients with Parkinson‘s disease. J Neurol Sci 1995; 131: 183—189.

27.Nakahara T., Yamamoto T., Endo K., Kayama H. Neuronal ectopic expression of tyrosine hydroxylase in the mouse striatum by combined administration of 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine and 3-nitropropi- onic acid. Neuroscience 2001; 108: 601—610.

28.Nelson E.L., Liang C.L., Sinton C.M., German D.C. Midbrain dopaminergic neurons in the mouse: computer-assisted mapping. J Comp Neurol 1996;

369:361—371.

29.Nirenberg M.J., Vaughan R.A., Uhl G.R. et al. The dopamine transporter is localized to dendritic and axonal plasma membranes of nigrostriatal dopaminergic neurons. J Neurosci 1996; 16: 436—447.

30.Paxinos G.F. The Mouse Brain In Stereotaxic Coordinates, Second Edition. 2001.

31.Reader T.A., Hebert C., Ase A.R., Le Marec N. Distribution of serotonin, its metabolites and 5-HT transporters in the neostriatum of Lurcher and weaver mutant mice. Neurochem Int 2001; 39: 169—177.

32.Riederer P., Wuketich S. Time course of nigrostriatal degeneration in parkinson’s disease. A detailed study of influential factors in human brain amine analysis. J Neural Transm 1976; 38: 277—301.

33.Schiesling C., Kieper N., Seidel K., Kruger R. Review: Familial Parkinson’s disease—genetics, clinical phenotype and neuropathology in relation to the common sporadic form of the disease. Neuropathol Appl Neurobiol 2008;

34:255—271.

34.Schmidt N., Ferger B. Neurochemical findings in the MPTP model of Parkinson’s disease. J Neural Transm 2001; 108: 1263—1282.

35.Scholz J., Bamberg H., Moser A. N-methyl-norsalsolinol, an endogenous neurotoxin, inhibits tyrosine hydroxylase activity in the rat brain nucleus accumbens in vitro. Neurochem Int 1997; 31: 845—849.

36.Snyder S.H., D’Amato R.J. MPTP: a neurotoxin relevant to the pathophysiology of Parkinson’s disease. The 1985 George C. Cotzias lecture. Neurology 1986; 36: 250—258.

37.Sundstrom E., Samuelsson E.B. Comparison of key steps in 1-methyl-4- phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine (MPTP) neurotoxicity in rodents. Pharmacol Toxicol 1997; 81: 226—231.

38.Tillerson J.L., Cohen A.D., Philhower J. et al. Schallert. Forced limb-use effects on the behavioral and neurochemical effects of 6-hydroxydopamine. J Neurosci 2001; 21: 4427—4435.

39.Tillerson J.L., Caudle W.M., Reveron M.E., Miller G.W. Exercise induces behavioral recovery and attenuates neurochemical deficits in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience 2003; 119: 899—911.

40.Tipton K.F., Singer T.P. Advances in our understanding of the mechanisms of the neurotoxicity of MPTP and related compounds. J Neurochem 1993; 61: 1191—1206.

41.Vataeva L.A., Kudrin V.S., Vershinina E.A. et al. Behavior alteration in the adult rats prenatally exposed to parachlorophenylalanine. Brain Res 2007; 11—69: 9—16.

42.Zigmond M.J. Do compensatory processes underlie the preclinical phase of neurodegenerative disease? Insights from an animal model of parkinsonism. Neurobiol Dis 1997; 4: 247—253.