Добавил:
ivanov666
Опубликованный материал нарушает ваши авторские права? Сообщите нам.
Вуз:
Предмет:
Файл:Технологический потенциал переработки крови сельскохозяйственных животных и ее использование на пищевые цели. Монография
.pdf
Рисунок 4 – Зависимость протеолитической активности ферментных
препаратов от активной кислотности среды
При оценке гидролитических ферментных препаратов при деструкции
белков ПК установлено, что наибольшее количество свободных аминокислот
образуется при использовании коллагеназы (таблица 26).
Таблица 26 – Массовая доля свободных аминокислот в гидролизатах плазмы
крови
Наименование аминокислот
Массовая доля (мкмоль/дм3) в гидролизатах с
ферментными препаратами
коллагеназой
мегатерином
Цистеиновая кислота
160,34
139,24
Аспарагиновая кислота
2323,4
591,49
Треонин
421,05
312,93
Серин
1680,00
400,00
Глютаминовая кислота
2860,00
623,66
Пролин
2142,86
571,43
Глицин
1089,10
376,24
Аланин
3200,00
1085,71
Валин
1719,75
738,85
Цистин
511,10
311,10
Метионин
863,64
363,64
Изолейцин
756,76
356,76
Лейцин
3289,62
2284,15
Тирозин
2290,06
752,14
Фенилаланин
2789,47
863,16
Лизин
3009,71
1048,54
Орнитин
3619,05
285,71
Гистидин
850,00
225,00
Аргинин
3125,00
750,00
Триптофан
872,73
436,36
Цитрулин
363,64
381,82
Таурин
421,05
105,26
Фосфоэтаноламин
125,00
100,00
Аспарагин
687,50
218,75
Глютамин
973,68
210,53
Итого
40144,46
13532,47
Незаменимых
10960,53
6404,39
Общее содержание свободных аминокислот в 2,9 раза выше, чем в случае
мегатерина, при этом в 1,7 раза - незаменимых. Это и явилось основным
критерием при выборе и дальнейшем использовании этого препарата.
Оптимальная концентрация препарата в растворе при соотношении 7×10-3 г
фермента на 1 г субстрата (рисунок 5).
Рисунок 5 – Динамика гидролиза белков плазмы крови различными
ферментами
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Полнота гидролиза, %
Дозировка фермента на 1 г субстрата, мг
Мегатерин
Коллагеназа
Протосубтилин
Трипсин
При повышении концентрации ферментного препарата степень
деструкции белков находится практически на том же уровне, т.е. внесение
большего количества препарата в систему нецелесообразно, т.к. к улучшению
достигнутых результатов не приводит.
Оптимальная концентрация мегатерина, протосубтилина и трипсина - 0,45
%, что несколько выше, чем для коллагеназы. Однако, при одинаковой
концентрации препаратов, степень деструкции белков плазмы существенно
различается, что связано с различными значениями протеолитической
активности ферментов, а также их специфичностью.
По степени гидролиза белков плазмы ферментные препараты можно
расположить в убывающий ряд: коллагеназа> мегатерии
>протосубтилин>трипсин, что ещё раз подтверждает зависимость
интенсивности процесса деструкции белков протеазами от их специфичности. В
дальнейших экспериментальных исследованиях использовались ферментные
препараты, которые оказались наиболее эффективными по действию на
белковые комплексы плазмы - коллагеназа и мегатерин.
Известно, что эффективность процесса гидролиза зависит не только от
концентрации ферментного препарата, но и от концентрации субстрата.
Установлено, что с повышением концентрации белка в растворе снижается
активность ферментных препаратов и, как следствие, степень гидролиза белков
за счет насыщения активных центров. Анализ экспериментальных данных
можно сделать вывод, что оптимальное для эффективной деструкции
соотношение фермент:белок субстрата 1:100, это говорит о том, что в процессе
получения гидролизата субстрат (плазму крови) необходимо разбавлять водой в
соотношении 1:1.
Последний этап экспериментальных исследований, проведённых для
установления оптимальных условий гидролиза белков плазмы крови состоял в
выборе продолжительности деструкции.
Было установлено, что в течение 2,8 - 3,2 ч при гидролизе плазмы крови
коллагеназой, происходит интенсивное накопление продуктов гидролиза, а при
дальнейшем течении процесса прирост массовой доли гидролизованного белка
невелик (рисунок 6).
Рисунок 6 – Зависимость степени ферментативного гидролиза белков плазмы
крови от продолжительности реакции
В связи с этим принятая продолжительность гидролиза - 2,8 - 3,2 ч. С целью
уточнения условий гидролиза белков плазмы крови применяли методы
математической обработки экспериментальных данных - регрессионный анализ
с использованием многофакторного планирования и метод градиента.
В качестве факторов планирования эксперимента использовали четыре
входных параметра: массовая доля белков плазмы крови (X1); концентрация
фермента (Х2); рН среды (ХЗ); температура реакционной смеси (Х4). Критерием
оценки влияния факторов служила степень гидролиза белка плазмы крови.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240
Полнота гидролиза, %
Продолжительность, мин
Мегатерин
Коллагеназа
Объект исследований - белковые гидролизат плазмы крови. Выходной
параметр - степень гидролиза белков плазмы крови.
При обработке результатов эксперимента применяли статистические
критерии: значимость коэффициентов уравнений регрессии - критерий
Стьюдента, адекватность уравнений - критерий Фишера. Расчетные данные,
полученные методами математической обработки соответствуют
экспериментальным данным. Полученные данные и легли в основу
формирования рекомендуемых режимов гидролиза белков плазмы крови
препаратом коллагеназы (таблица 27).
Таблица 27 – Условия получения гидролизата белков плазмы крови
Параметры гидролиза
Значение параметров
Температура, °С
35-40
pH, ед.
6,8-7,2
Концентрация ферментного препарата, %
0,35
Концентрация белка в субстрате, %
3,5
Продолжиельность гидролиза, ч
3,0-3,5
Для использования гидролизата как основы получения пищевых напитков
по истечении установленного времени необходимо инактивировать фермент, т.
к. при употреблении активных ферментов в пищу можно ожидать их воздействия
на стенки желудочно-кишечного тракта, что недопустимо.
Инактивация препаратов возможна при выдержке гидролизата в условиях,
отличных от области стабильности ферментов. Потеря активности препаратов
достигается при повышении температуры, либо при снижении рН среды.
Представляется возможным совместить на одном этапе технологической
обработки процессы инактивации фермента и пастеризации гидролизата.
Во избежание эффекта денатурации негидролизованных белков
целесообразно совмещать действие температуры со снижением рН. Поэтому в
результате проведенных экспериментов рекомендуется использовать
температуру 56 - 58 °С, на фоне снижения рН среды до 3,5-4,5 с помощью
различных добавок.
При более высоких температурах происходит денатурация белковых
веществ, выпадение хлопьевидного осадка или образование гелеподобной
структуры.
Дополнительный стабилизирующий эффект возможно достигнуть путем
внесения в среду стабилизаторов. Установлено, что внесение в гидролизат сахара
способствует повышению температуры начала денатурации белков до 60 °С, что
связано с известным стабилизирующим действием сахарозы, ее защитным
эффектом по отношению к белкам.
Исследование и подбор оптимальных условий стабилизации и
дестабилизации белков плазмы крови открывает широкие перспективы для
использования в составе натуральных лечебно-профилактических продуктов.
2.3 Изучение условий структурообразования белков плазмы крови
При исследовании влияния различных физико-химических факторов
оценочным критерием интенсивности гелеобразования была выбрана
относительная вязкость. Изучение влияния pH среды на гелеобразующую
способность белков плазмы показало, что значения относительной вязкости (Э)
плазмы крови имеют 2 оптимума, как при кислой реакции среды (pH 3,2-3,8), так
и при щелочной (pH 13,8-14,6). При этом в области щелочных значений pH
вязкость плазмы крови имеет более высокие значения вязкости (примерно на
20%) (рисунок 7).
Рисунок 7 – Влияние активной кислотности на гелеобразующую способность
белков плазмы
В гелях плазмы крови, как и в других гелях глобулярных белков, например,
казеина, возможно образование связей различных типов: водородных связей с
участием пептидных групп цепей, гидрофобных связей между углеводородными
радикалами, электростатических связей между полярными группами и, наконец,
дисульфидных связей вследствие наличия таких аминокислот как цистин и
цистеин. Электростатические связи между полярными группами в данном случае
исключаются, так как структура образуется в сильнощелочной среде. Для
выяснения роли водородных связей в образовании пространственной структуры
белков ПК необходимо проследить зависимость прочности гелей от
температуры.
Полученные структурированные системы способны подвергаться
частичному тиксотропному восстановлению (на 20 %), что свидетельствует об
известной роли гидрофобных взаимодействий при образовании белковых
структур. Таким образом, на основании классификации пространственных
1
1,1
1,2
1,3
1,4
1,5
1,6
1,7
1,8
1,9
2
2,1
2,2
3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
Относительная вязкость, Э
pH, ед.
структурированных систем, данной Ребиндером, структуру, возникающую в
плазме крови, можно определить как коагуляционно-конденсационную.
Известно, что при смещении pH от изоэлектрической точки белков плазмы
изменяется и ее вязкость. Однако использование данной закономерности в
технологии пищевых продуктов представляется нецелесообразным, так как
употребление продуктов с щелочной реакцией может негативно сказаться на
здоровье человека. Поэтому на следующем этапе исследований производили
подбор реагентов, понижающих pH плазмы с образованием гелеобразной
структуры и одновременно придающих вкус. Для этого применялись
органические кислоты: виноградная, молочная, янтарная, яблочная.
Как показали результаты, снижение рН плазмы крови при помощи
органических кислот приводит к образованию эластичных гелей.
Это связано с тем, что при подкислении нативные белки, обладающие
глобулярной структурой, необратимо перестраиваются в белки фибриллярного
типа, происходит конформационное изменение макромолекул альбуминов и
глобулинов, которое сводится к разрушению глобул и образованию
межмолекулярных связей (в основном гидрофобных), обусловливающих
прочность геля. Возможно предположить, что в гелях белков плазмы крови
возникает слабая структура, подобная обычным тиксотропным коагуляционным
структурным сеткам, в которых частицы дисперсной фазы или агрегаты
макромолекул связаны ван-дер-ваальсовыми силами, действующими между
углеводородными гидрофобными группами молекул белка. В качестве
структурообразователей использовались молочная, лимонная и янтарная
кислоты. В ходе эксперимента было установлено, что с увеличением массовой
доли кислот в объеме реакционной среды возрастает пластическая прочность
системы, упрочняется структура геля. Однако при производстве пищевых
продуктов массовая доля кислот не должна превышать допустимой, в качестве
оптимальной дозировки кислоты была выбрана 10 %, что и лимитирует
структурообразование.
При изучении процесса структурообразования было выявлено, что с
течением времени пластическая прочность гелей возрастает и достигает
оптимума через 30 мин, а затем удерживается на постоянном уровне. Из всех
используемых в качестве гелеобразующих агентов кислот наибольшей
структурообразующей способностью обладает молочная кислота (пластическая
прочность 0,6 кПа с массовой долей кислоты 10 % и времени
структурообразования 30 мин).
Однако, органолептические свойства таких гелей без дополнительного
применения вкусо- и ароматообразующих добавок не отвечают
потребительскому спросу и существенно сказываются на их пищевой ценности.
Известно, что электролиты ускоряют гелеобразование белков или,
наоборот, замедляют его, что доподлинно изветсноприменительно к желатину.
В качестве объектов исследования были выбраны растворы солей хлорида
кальция, хлорида натрия, сульфата аммония, сульфата калия, карбоната кальция
с молярной концентрацией 1 моль/дм3, 0,5 моль/дм3, 0,2 моль/дм3 0,1 моль/дм3,
0,05 моль/дм3, обладающие различной ионной силой, и изучено влияние на
вязкость плазмы крови растворов этих электролитов с различной ионной силой.
Как показали результаты проведенных исследований, вязкость плазмы
крови не имеет однозначной зависимости от ионной силы электролита и не
образует гелей при их воздействии, что можно объяснить возникновением
недостаточного количества межцепочечных контактов для образования сетки.
ГЛАВА 3 ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ПРОДУКТОВ ПЕРЕРАБОТКИ КРОВИ В
РАЗРАБОТКЕ НОВЫХ ВИДОВ ПРОДУКТОВ ПИТАНИЯ
3.1. Разработка и обоснование компонентного состава комбинированных
белково-жировых эмульсий
За последние пять лет объем производства мяса птицы в России
увеличился на 75 %, чему способствовала реализация приоритетных
национальных проектов в области АПК. Учитывая содержание крови в
организме животных и птиц (% живой массы): КРС-7-8 (в т.ч. пищевой 3,4),
свиней – 4,5-4,9 (в т.ч. пищевой-2,6), МРС-8,9, птица 3,8-4,6 (для цыплятбройлеров 2,1 по данным Семикопенко Н.И.) в год можно получить около
36202,5 тонн крови КРС, 97531 тонну крови свиней, в том числе около 3766 тонн
пищевой и 224131,5 тонн крови птиц как источника 66384 тонн полноценного
белка, в т.ч. 692 тонн пищевого, и около 62 тонн биоусвояемого железа. Однако
непродолжительный срок хранения нативной крови и продуктов ее переработки
в жидком виде, ограничивает возможности реализации ее биотехнологического
потенциала, в связи с чем сухая кровь и ее фракции (плазма, форменные
элементы) имеют большие перспективы при производстве биологических
активных добавок (БАД) и продуктов для функционального, профилактического
и реабилитационного питания.
При разработке эмульсий в качестве вспомогательных компонентов
использовали побочные продукты мясного производства и переработки
растительных объектов для рационального ценообразования конечных
продуктов.
При производстве мяса птицы в потрошеном виде выход шкурки
составляет 5-9 % массы тушки, а с использованием методов рациональной
разделки - от 10 до 17 %.
Количество свиной шкурки при производстве продукции из свинины
зависит от способа первичной обработки туш, вида вырабатываемой продукции
Соседние файлы в предмете [НЕСОРТИРОВАННОЕ]