Основний зміст роботи
Матеріали і методи дослідження. Об'єктами дослідження послужили 352 яєчка білих щурів. В експерименті використовували чотири групи тварин: перша – інтактні щури, друга – контрольна, тваринам якої вводили фізіологічний розчин хлориду натрію у другому та третьому періодах вагітності; третя група - щури, яким вводили утрожестан протягом другого (з 8-ї по 14-у добу), четверта - щури, яким вводили утрожестан протягом третього періоду вагітності (з 15-ї по 21-у добу).
Вибір утрожестану в якості жіночого статевого гормону пояснюється зручністю його введення та широтою застосування в сучасній клінічній практиці. Новонароджених одержували від щурів із датованим терміном вагітності, встановленим методом піхвового мазка (Кожем'якін Ю.М., 2002). Новонароджені щури народжувалися доношеними на 21-22 добу після зачаття. Для інтравагінального введення утрожестану і фізіологічного розчину була створена експериментальна модель впливу жіночих статевих гормонів на розвиток яєчок у плодів. Вагітним самкам за допомогою спеціального інжектору для інтравагінального введення з 8-ї по 14-ту та з 15-ї по 21-у добу вводили натуральний препарат прогестерону – «Утрожестан», у дозі 100 мг, яка була розрахована за допомогою спеціальної формули у перерахунку на середню масу статевозрілої самки щура (Добровольський, Г.А., 1984, Стефанов А.В., 2002). Тварин зважували і виводили із експерименту шляхом декапітації під ефірним наркозом на 1-у, 5-у, 14-у, 30-у, 45-у, 60-у та 90-у добу після народження. Забій відповідно до вимог «Європейської конвенції по захисту хребетних тварин, які використовуються в експериментальних і інших наукових цілях» (Страсбург, 18.03.86).
На нефіксованому матеріалі вивчали форму яєчок щурів. Масу органа (мг) визначали за допомогою торзіонних ваг (ВТ 500), розміри яєчок щурів (довжину, ширину та товщину) визначали у мм. Яєчки зважували, обчислювали відносну масу яєчок у відсотках до маси тварин. Для гістологічного і гістохімічного дослідження яєчки щурів фіксували протягом 24 годин у рідині Буена. Шматочки зневоднювали у висхідній батареї спиртів, починаючи з 40°. Як проміжне середовище застосовували хлороформ. Шматочки заливали у суміш парафіну, воску, каучуку (20:1:1). Рецепти приготування розчинів узяті з керівництв (Авцин А.П., Струков А.І., Фукс Б.Б., 1971, Горальський Л.П., 2005). У блоці яєчко орієнтували верхнім кінцем до площини мікротомного ножа; із блоку виготовляли 100-120 серійних зрізів товщиною 5-6 мкм.
Для оглядового гістологічного та морфометричного дослідження зрізи забарвлювали гематоксиліном та еозіном. У зрізах яєчка при збільшенні мікроскопа (об.40, ок.7) вивчали відносну площу, яку займають капсула яєчка, звивисті сім'яні трубочки з просвітом та без просвіту, міжклітинна речовина інтерстицію, транспортні судини та судини мікроциркуляторного русла. За допомогою модифікованої сітки Г.Г. Автанділова та окуляр мікрометра МР-12 вивчали розміри зовнішнього діаметру звивистих сім'яних трубочок. При імерсійному збільшенні мікроскопа Granum L 60 (об.100, ок.7) підраховували абсолютну та відносну кількість клітин в інтерстиції яєчка: клітин Лейдіга, фібробластів, фіброцитів, ендотеліоцитів, макрофагів, тучних клітин, лімфоцитів та мітозів. Отримані показники обчислювали з використанням способу кількісного обліку морфологічних структур С.Б. Стефанова (1988).
Гістохімічне виявлення глікопротеїнів проводили за допомогою ШІК-реакції з подальшим забарвленням ядер гематоксиліном Карацці. Для ферментативного контролю застосовували попередню обробку гістологічних зрізів діастазою (Горальський Л.П., 2005, Пірс Е., 1962). Інтенсивність ШІК-реакції оцінювали напівкількісно Весь комплекс глікозоаміногліканів виявляли на гістологічних зрізах, які забарвлювали розчином альціанового синього при рН 2,6 із критичною концентрацією MgCl2+ - 0,2М та після попередньої обробки зрізів тестикулярною гіалуронідазою. Для диференційовки високосульфатованих глікозоаміногліканів – із критичною MgCl2+ - 0,6М. Облік результатів проводили напівкількісно.
Вивчали динаміку розподілу рецепторів до лектинів зародків пшениці (WGA), арахісу (PNA), сої (SBA), конканаваліну (con-A) в структурах яєчка. Обробку зрізів проводили кон'югатом лектину зародків пшениці – пероксидаза хріну (WGA-HRP), кон'югатом лектину арахісу – пероксидаза хріну (PNA-HRP), кон'югатом лектину сої - пероксидаза хріну (SBA-HRP), c кон'югатом лектину конканаваліну-А - пероксидаза хріну (сon-A-HRP) з використанням стандартизованих наборів «Лектинтест» (м.Львів) після попередньої інактивації ендогенної пероксидази. Контрольні зрізи обробляли розчинами відповідних вуглеводів (лактози, манози та ін.). Візуалізацію осередків зв'язування лектину проводили в системі діамінобензидин-пероксид водню (Луцик А.Д., 1989). Облік результатів реакції з кон'югатами лектинів проводили напівкількісно при імерсійному збільшенні мікроскопу (об.100, ок.7): +++ - сильна реакція (темно-коричневе забарвлення); ++ - помірна реакція (коричневе забарвлення); + - слабка реакція (світло-коричневе забарвлення); ± - дуже слабка реакція (бежеве забарвлення); 0 - відсутність реакції.
Визначали показник ступеня диференціації сперматид (ПСДС) – співвідношення середньої кількості сперматид в одиниці площі зрізу звивистих сім’яних канальців на VIа і IXа стадіях сперматогенезу за класифікацією C.P. Leblond et al. (1952). На поперечних зрізах сім’яників досліджували по пꞌять канальців на стадіях VIа і IXа сперматогенезу. Проводили виміри зовнішнього діаметра канальця (Д) і діаметра просвіту (d). Потім в стандартній площі поля зору, яке включає всю товщу сперматогенних клітин, підраховували кількість сперматид (Р). Для кожного досліджуваного канальця такий підрахунок здійснювали у чотирьох полях зору. Обчислення показника ступеня диференційовки сперматид (ПСДС) здійснювали за спеціальною формулою (Яценко В.П., 1999).
Всі отримані числові результати дослідження оброблені сучасними статистичними методами аналізу (Елісєєва І.І., 2005, Мінцер О.М., 2003) на персональному комп'ютері з використанням, у тому числі, стат. пакету ліцензійної програми «STAТISTICA® for Windows 6.0». Порівняння середніх величин проводили за показниками критерію Фішера - Стьюдента. Відмінності двох середніх величин вважали вірогідними при р≤0,05.
Результати дослідження та їх обговорення. У новонароджених інтактних щурів абсолютна маса яєчка становить 3,98 ± 0,60 мг, а відносна маса – 0,07±0,03%. До 90-ї доби життя абсолютна маса яєчка збільшується майже в п'ятдесят разів і становить 219,78±3,30 мг, відносна маса органу до кінця терміну спостереження також зростає (0,18±0,02 %) паралельно зі зростанням маси тварин. Тобто, у щурів інтактної та контрольної груп спостерігається зростання абсолютної маси яєчка протягом усього періоду спостереження – від народження до 90-ї доби життя. Відносна маса яєчок має хвилеподібну динаміку змін – зростає від 1-ї до 30-ї доби, досягаючи максимуму на 30-у добу, потім знижується з 45-ї до 90-ї доби. Отримані дані співпадають з наведеними результатами в роботах А.Н. Гансбургського (1989), І. П.Западнюка (1983), В.Б. Розена (1984). Але за даними Н.М. Бречки (2004), О.В. Щербака (2007), ці показники є дещо вищими, що можливо пов'язано з тим, що аналіз показників маси тварин та органів проводили паралельно з вирішенням тих чи інших головних завдань дослідження, без достатніх вказівок на те, яким чином і в яких умовах вони були отримані.
У потомства тварин після введення утрожестану у другому періоді вагітності абсолютна маса органа зростає від 1-ї до 90-ї доби, при цьому від народження до 5-ї доби темпи зростання дещо відстають у порівнянні із інтактними і контрольними тваринами, на період з 14-ї по 30-у добу, навпаки випереджають, на 45-у та 60-у добу майже співпадають з контролем, а потім знову дещо відстають на 90-у добу життя. Показник відносної маси органа має тенденцію зростання від народження до 45-ї доби життя, а потім досить значно знижується на 90-у добу життя. При цьому показники відносної маси яєчка для експериментальних тварин є вищими за показники тварин інтактної та контрольної груп у період з 30-ї по 90-у добу. У потомства тварин, які отримували утрожестан у третьому періоді вагітності абсолютна маса яєчка зростає протягом усього періоду спостереження, але на 60-у та 90-у добу показники значно відстають від показників контролю. Відносна маса органа для тварин цієї групи зростає від 1-ї до 30-ї доби включно, після цього до кінця терміну спостереження досить значно знижується. При цьому цей показник на даний термін спостереження є вищим за аналогічний показник для тварин інтактної та контрольної груп та нижчим за показник для потомства щурів, які отримували утрожестан у другому періоді вагітності.
Збільшення абсолютної та маси яєчка на 14-у добу та обох показників маси (як абсолютної, так і відносної) на 30-у добу життя можливо пов'язано з концепцією про вісцеромегалію органів, у відповідь не тільки на антигенну стимуляцію, запропоновану професором М.А. Волошиним (1998), але і на гормональну стимуляцію у період вагітності. Та в свою чергу співвідноситься з даними, про активний ріст судин та паренхіми яєчка у цей період, висвітленими у роботах І.Й. Івасюка (2006), І.І. Савки (2011), Топки Е.Г. (2011). Зменшення маси тіла експериментальних тварин збігаються з даними, отриманими H.B. Ariyaratne (2000), J.I. Mason, M. Gaudoin (2003).
Поява просвіту в звивистих сім'яних трубочках виявляється, починаючи з 5-ї доби життя та має тенденцію зростання, досягаючи максимальних значень на період статевої зрілості (90-а доба) з одночасним зменшенням відносної площі, яку займають сім'яні трубочки без просвіту, що співпадає з даними, отриманими Kim In-Shik (1999), Yang Hong-Hyun (2000). Ріст оточуючих кровоносних судин відбувається хвилеподібно: зростання з 1-ї по 14-у добу спостереження, деякий спад на 30-у добу, підйом на 45-у добу та знову незначний спад до кінця терміну спостереження. Дані нашого дослідження підтверджуються отриманими раніше даними І.Й. Івасюка (2006), І.І. Савки (2010) та Е. Г. Топки (2003). Однак за даними А.М. Спаської (2011) діаметр звивистих сім'яних трубочок статевозрілих щурів є значно більшим.
У період з 1-ї до 14-ї доби життя спостерігаються однакові темпи росту діаметру звивистих сім’яних трубочок яєчок, як у інтактних та контрольних щурів, так і в групах експериментальних тварин. В той же час після введення жіночих статевих гормонів у плідному періоді життя щурів спостерігається вірогідне відставання темпів росту звивистих сім'яних трубочок, особливо після 30-ї доби життя. У експериментальних щурів у порівнянні із контролем спостерігається вірогідне зменшення відносної площі звивистих сім'яних трубочок із просвітом та збільшення відносної площі, яку займають волокна і міжклітинна речовина інтерстицію та капсула яєчка, починаючи з 30-ї доби життя і до кінця терміну спостереження. При чому ці зміни є більш вираженими для потомства тварин, які отримували утрожестан протягом третього періоду вагітності.
У інтерстиції яєчка інтактних та контрольних щурів виявляється збільшення відносної кількості клітин Лейдіга (особливо на 45-у і 60-у добу). Кількість фібробластів зменшується зі збільшенням строку спостереження. Кількість фіброцитів поступово зростає зі збільшенням строку життя, досягаючи максимуму на 30-у добу. Спостерігається рівномірне збільшення відносної кількості лімфоцитів, макрофагів, тучних клітин та ендотеліоцитів з 1-ї до 90-ї доби життя щурів, а мітотична активність клітин досягає найвищої активності на 45-у добу. Отримані результати частково збігаються з даними досліджень J.C. Hutson (1998) та Kim In-Shik (1999). Але за даними останнього автора, відносна кількість макрофагів є максимальною на 7-у добу спостереження, після чого знижується, а починаючи з 30-ї доби знову зростає.
Встановлена динаміка змін клітинного складу яєчок потомства щурів після введення утрожестану самкам протягом вагітності показує, що відносна кількість клітин Лейдіга спочатку переважає над їхньою кількістю у інтактних та контрольних тварин, а починаючи з 30-ї доби починає вірогідно зменшуватися, особливо на 60-у та 90-у добу життя. Це підтверджується раніше отриманими даними про зменшення абсолютної маси яєчок та даними B.T. Akingbemi (2007) про взаємозв'язок між низькою масою сім'яників та зменшенням кількості гландулоцитів. Отримані результати також доводять вірогідне відставання відносної кількості фібробластів на початкових строках післянатального періоду життя та збільшення цього показника, починаючи з 45-ї по 90-у добу життя. Що стосується фіброцитів, то їх відносна кількість у експериментальних тварин, на відміну від контролю, збільшується поступово зі строком життя.
Оцінка стану клітин сперматогенного шару була проведена способом, запропонованим В.П. Яценко (1999). При визначенні показника ступеня диференціювання сперматид (ПСДС) у інтактній та контрольній групах щурів на 60-у добу післянатального життя цей показник дорівнював 0,92±0,08 та 0,94±0,03, а на 90-у - 0,98±0,02 та 0,97±0,03 відповідно, що співпадає із середніми показниками, отриманими у дослідженнях В.П. Яценко, І.Г. Анісімової та Л.П. Заприводи (1999). За даними цих же дослідників при застосуванні токсичних агентів (епоксидних сполук) ПСДС достовірно знижується. Це положення знайшло підтвердження і в нашому дослідженні. Були отримані результати, які свідчать про затримку процесу диференціювання сперматид при застосуванні жіночих статевих гормонів протягом вагітності, особливо протягом третього її періоду. На 60-у добу у третій експериментальній групі ПСДС становив 0,89±0,03, у четвертій - 0,86±0,02, на 90-у добу - 0,91±0,01 та 0,89±0,02 відповідно.
При проведенні оцінки вуглеводного обміну в яєчках щурів було з'ясовано, що глікопротеїни у різних ділянках сім'яників у різні вікові періоди розподіляються неоднаково як у межах однієї групи досліджуваних тварин, так і серед тварин різних груп, але одного віку (Грицуляк Б.В., 1998, Юрина Н.А., 1990). На 1-у добу життя найбільш інтенсивне забарвлення реактивом Шиффа виявляється у капсулі яєчка інтактних та контрольних тварин. У новонароджених тварин найменший вміст глікопротеїнів зустрічається у стінці судин, волокнах та екстрацелюллярному матриксі інтерстицію, цитоплазмі клітин Лейдіга усіх груп тварин та у базальній мембрані звивистих сім'яних трубочок експериментальних щурів у порівнянні з контролем. Помірна ШІК-позитивна реакція спостерігається у капсулі яєчка експериментальних тварин та у мембрані сім'яних трубочок інтактних та контрольних щурів. Означена тенденція для інтактних щурів спостерігається по 30-у добу включно, за винятком 14-ї доби, коли забарвлення мембрани судинної стінки стає більш інтенсивним, що пов'язано із інтенсивним ростом судин у даний період. Починаючи з 45-ї по 90-у добу включно, кількість глікопротеїнів у базальній мембрані сім'яних трубочок зменшується у всіх групах тварин, окрім четвертої, де їхня кількість лишається на попередньому рівні. Також у даній групі тварин спостерігається зменшення рівня інтенсивності ШІК-реакції у волокнах та екстрацелюллярному матриксі інтерстицію з 45-ї по 90-у добу. Невелика кількість амілазолабільних глікопротеїнів також міститься і в цитоплазмі клітин Лейдіга: у групі інтактних та контрольних тварин - починаючи з 45-ї по 90-у добу включно, в обох групах експериментальних тварин – лише на 30-у та 45-у добу.
У базальній мембрані звивистих сім'яних трубочок амілазолабільні глікопротеїни у помірній кількості виявляються у всіх групах тварин, починаючи з 14-ї доби. При цьому у тварин інтактної та контрольної груп вони зникають після 45-ї доби, а в обох експериментальних групах виявляються по 90-у добу включно. У всіх інших структурах яєчка щурів усіх досліджуваних груп містяться тільки амілазостабільні глікопротеїни.
При виявленні глікозаміногліканів у паренхімі яєчка інтактних та контрольних тварин встановлено, що максимальна альціанофілія характерна для гранул тучних клітин, капсули яєчка та базальної мембрани звивистих сім’яних трубочок. Вміст сульфатованих глікозаміногліканів в усіх досліджуваних структурах досягає максимуму на 14-у добу (у міжклітинній речовині інтерстицію – на 45-у), а потім поступово знижується. Вміст несульфатованих глікозаміногліканів хвилеподібно змінюється в залежності від досліджуваної структури. В експериментальних групах тварин вміст сульфатованих глікозаміногліканів у більшості досліджуваних структур досягає максимуму на 14-у добу, після чого поступово знижується порівняно із показниками контрольних тварин. Для потомства щурів, які отримували утрожестан протягом третього періоду вагітності переважають зміни вмісту несульфатованих глікозаміногліканів. Максимальний вміст гіалуронової кислоти в структурах яєчка цих тварин спостерігається на 14-у та 45-у добу та перевищує дані показники для контрольних та інтактних тварин.
Вміст гіалуронідазостабільних глікозаміногліканів більший у капсулі яєчка і тучних клітинах потомства щурів після введення утрожестану у другому періоді вагітності на 14-у та 45-у добу у порівнянні з контрольними та інтактними тваринами. Для потомства щурів, які отримували утрожестан у третьому періоді вагітності характерне лінійне зростання альціанофілії. У експериментальних тварин спостерігається збільшення загальної альціанофілії інтерстицію та ендотелію кровоносних судин на 14-у добу та наступне її зниження таким чином, що вона стає нижчою, ніж у контрольних та інтактних тварин, починаючи з 45-ї доби.
Особливості розподілу клітинного складу інтерстиція яєчка у щурів від народження до кінця третього місяця життя було досліджено за допомогою лектинів. Щільність розподілу рецепторів до лектину зародків пшениці (WGA) в капсулі яєчка інтактних та контрольних щурів є високою на всіх строках спостереження, окрім періоду з 45-ї по 60-у добу, коли вона знижується. Отримані дані підтверджуються даними досліджень N. Miosge, W. Dresp, R. Herken (1997) при вивченні розподілу лектину зародків пшениці у сім'яниках мишей. Для експериментальних тварин обох груп з 1-ї по 30-у добу спостерігається зменшення щільності розподілу WGA+-рецепторів у капсулі яєчка, що особливо виражене для потомства тварин, які отримували утрожестан протягом третього періоду вагітності.
Базальна мембрана звивистих сім'яних трубочок інтактної та контрольної груп, починаючи з 5-ї доби спостереження забарвлюється у проміжний відтінок між темно-коричневим та коричневим кольором, дещо знижуючи ступінь забарвлення у період 30-ї – 60-ї доби після народження та знову повертається на попередній рівень на 90-у добу життя. У потомства щурів, отриманих після введення утрожестану під час вагітності, спостерігається стабільно низький рівень розподілу рецепторів до лектину зародків пшениці (WGA) у мембрані сім'яних трубочок протягом усього періоду спостереження. Цитоплазматична мембрана тучних клітин та лімфоцитів у інтактних та контрольних тварин з 1-ї по 30-у та на 60-у добу життя виявлять помірну щільність розподілу WGA+ - рецепторів (++).У експериментальних тварин протягом від 1-ї по 90-у добу включно щільність розподілу рецепторів до лектину зародків пшениці на цих структурах є досить низькою (+/±). На мембрані фібробластів інтактної та контрольної груп рівень розподілу WGA+ - рецепторів зменшується зі збільшенням строку спостереження, що є особливо вираженим на 45-у та 90-у добу життя. У експериментальних тварин ці показники є нижчими у порівнянні з контролем (±), але загальна тенденція зберігається.
У інтактних і контрольних тварин рівень розподілу WGA+ - рецепторів на цитоплазматичній мембрані фіброцитів зменшується з 5-ї по 45-у добу, а потім зростає до 90-ї доби спостереження. В обох експериментальних групах щурів показники експресії WGA+ - рецепторів на цитоплазматичних мембранах фіброцитів майже повністю співпадають із показниками, характерними для фібробластів у цих групах. Інтенсивність забарвлення базальної мембрани судинної стінки яєчка у інтактній та контрольній групах досліджуваних тварин, починаючи 14-ї до 60-ї доби включно, інтенсивність забарвлення зростає від ++ до +++, а потім різко знижується до + на 90-у добу життя. У експериментальних тварин обох груп спостерігається тенденція зменшення щільності розподілу рецепторів до лектину зародків пшениці у складі базальної мембрани кровоносних судин зі збільшенням строку спостереження, особливо виражена на 30-у та 60-у добу життя. Волокна та міжклітинна речовина інтерстицію яєчка інтактних та контрольних щурів від моменту народження до 45-ї доби забарвлюються приблизно з однаковою інтенсивністю у коричневий колір. На 60-у добу життя визначається незначне збільшення інтенсивності забарвлення і потім на 90-у добу зменшення забарвлення цих структур до світло-коричневого кольору. У потомства тварин, отриманих після введення утрожестану під час вагітності, на відміну від контролю у інтерстиції спостерігається стабільно низький рівень експресії рецепторів до лектину зародків пшениці (WGA) протягом майже усього періоду спостереження (± /+).
Розподіл рецепторів до лектину сої (SBA) в різних структурах сім'яників щурів у різні вікові періоди та серед тварин різних груп неоднаковий. Рецептори до лектину сої у капсулі яєчка інтактної та контрольної груп щурів з 1-ї по 45-у добу включно експресуються однаковою інтенсивністю, а з 60-ї до 90-ї доби їх рівень розподілу зменшується. У потомства тварин після введення утрожестану у другому періоді вагітності навпаки – спостерігається збільшення щільності розподілу SBA+ - рецепторів з 5-ї по 60-у добу включно, особливо виражене на 30-у добу життя. У базальній мембрані звивистих сім'яних трубочок інтактної та контрольної груп тварин щільність розподілу рецепторів до лектину сої (SBA) незначна протягом усього періоду спостереження, при цьому у експериментальних тварин рівень їх розподілу збільшується на 30-у добу життя та зменшується з 45-ї по 60-у добу.
У стінці кровоносних судин інтактних та контрольних тварин найбільша щільність розподілу SBA+ - рецепторів виявляється з 30-ї по 45-у добу життя, а потім знижується до 90-ї доби після народження. У експериментальних тварин їх рівень розподілу збільшується на 45-у добу, а потім знижується до кінця терміну спостереження. Інтенсивність відкладення бензидінової мітки у волокнах та міжклітинній речовині інтерстицію інтактних та контрольних тварин найбільш інтенсивна на 14-у добу, а потім дещо знижується по 90-у добу включно. У групах експериментальних тварин спостерігається незначне зниження інтенсивності рівня розподілу рецепторів до лектину сої (SBA) у волокнах та міжклітинній речовині інтерстицію починаючи з 45-ї по 90-у добу життя включно. Тобто протягом усіх термінів спостереження можна відзначити зменшення інтенсивності розподілу SBA+ - рецепторів у тварин обох експериментальних груп, особливо на кінцевих термінах спостереження. Отримані нами результати дослідження підтверджують основні закономірності розподілу рецепторів до лектину сої, описані A. M. Yashchenko (2001), H. J. Gabius (2006), A. Readler (2007).
При дослідженні щільності розподілу рецепторів до лектину арахісу (PNA) було виявлено, що у капсулі яєчка інтактних та контрольних щурів вона стає максимальною на 30-у добу життя і зберігає свій рівень до кінця терміну спостереження. У експериментальних тварин інтенсивність накопичення бензидинової мітки у капсулі також є максимальною на 30-у добу, а потім починає знижуватись до 90-ї доби життя включно. На базальній мембрані звивистих сім'яних трубочок поступово збільшується інтенсивність накопичення PNA+ - рецепторів з 5-ї доби спостереження, досягаючи максимуму на 60-у та 90-у добу життя, співпадаючи із періодом статевої зрілості. У тварин експериментальних груп накопичення рецепторів до лектину арахісу у складі базальної мембрани звивистих сім'яних трубочок з 1-ї по 45-у добу життя є більш інтенсивним, ніж в інтактній та контрольній групах, але після цього, навпаки, відстає від контролю.
У стінці кровоносних судин інтактних та контрольних щурів інтенсивність накопичення бензидинової мітки прогресивно зростає, починаючи з 14-ї доби життя до кінця терміну спостереження, а у експериментальній групі тварин спостерігається зворотна тенденція – з 14-ї доби до 90-ї доби включно. PNA+ - рецептори у складі волокон та міжклітинної речовини інтерстицію інтактних та контрольних щурів розподіляються наступним чином: щільність їх розподілу знижується з 30-ї по 90-у добу включно, а в експериментальній групі – навпаки з 30-ї доби життя підвищується, особливо на 60-у та 90-у добу. PNA+ - рецептори на мембранах фібробластів та фіброцитів у щурів інтактної і контрольної групах майже не експресуються до 30-ї доби спостереження, а починаючи з цього терміну накопичують PNA+ - рецептори у помірній кількості (±). У тварин обох експериментальних груп на цитоплазматичних мембранах лімфоцитів, тучних клітин, фібробластів та фіброцитів спостерігається більш інтенсивне відкладення бензидинової мітки у порівнянні з інтактними та контрольними тваринами. Отримані дані підтверджують загальні тенденції накопичення рецепторів до лектину арахісу, висвітлені у роботах Н.В. Лутай, М. А. Машталір, А. З. Бразалука, І. В. Твердохліба (2007) та A. Readler, E. Readler (2007).
При підрахунку абсолютної кількості РNA+ - лімфоцитів та РNA+ - макрофагів на умовну одиницю площі було встановлено, що абсолютна кількість РNA+ - лімфоцитів в інтерстиції яєчок інтактних та контрольних груп щурів є максимальною на 1-у добу післянатального періоду життя та зберігає досить високий рівень по 5-у добу життя включно. З другого тижня після народження їх кількість знижується та залишається практично на одному рівні до кінця третього місяця життя. У щурів обох експериментальних груп число РNA+ - лімфоцитів в інтерстиції сім'яників на всіх строках спостереження є нижчим у порівнянні з контрольною та інтактною групами. При цьому вірогідно нижчі показники встановлені на 1-у, 14-у добу життя в обох групах експериментальних тварин та на 45-у добу життя у потомства тварин після введення утрожестану у третьому періоді вагітності. Кількість РNA+ - макрофагів у інтактних та контрольних щурів протягом першого місяця життя залишається на однаковому рівні, з 45-ї доби починає зростати, досягаючи максимуму на 60-у та 90-у добу життя. У потомства щурів, які отримували утрожестан протягом вагітності, їх кількість дещо підвищується на 14-у добу життя, а починаючи з 30-ї доби відстає від показників контролю до кінця терміну спостереження. На 90-у добу життя число РNA+ - макрофагів є вірогідно нижчим у порівнянні з контролем. Отримані дані лежать в основі відставання формування звивистих сім'яних трубочок з просвітом та зниження кількості клітин Лейдіга в яєчках щурів експериментальних груп та підтверджують морфогенетичну дію РNA+ - лімфоцитів і взаємозв'язок між макрофагами та клітинами Лейдіга, висвітлені в роботах Chen J.J. , Lukyanenko Y.; Hutson J.С. (2002) та Buzek S.W., Samborn B.M. (1998).
За даними Sridahran S., Siman L., Meliny D. D. (2007) по рівню експресії рецепторів до лектину конканаваліну-А на мембрані звивистих сім'яних трубочок можливо побічно судити про рівень експресії коннексіну-43, який є важливим компонентом регуляції дозрівання клітин Сертолі та сперматогенеза в цілому. З іншого боку, коннексін-43 являється одним із факторів природженого неспецифічного імунітету (Lu J., 1997) та експресуючись на клітинах Сертолі, в свою чергу, попереджає контакт статевих клітин з інтерстиціем, забезпечуючи формування гемато-тестикулярного бар'єра. Щільність розподілу рецепторів до лектину конканаваліну - А у товщі капсулі яєчка інтактних та контрольних щурів зростає з 5-ї до 45-ї доби включно, досягаючи максимуму на 90-у добу життя. В експериментальних групах цей показник майже на всіх строках спостереження є більш низьким порівняно з контролем, зростає після 14-ї доби і залишається незмінним до кінця терміну спостереження.
На базальній мембрані сім'яних трубочок інтактних та контрольних тварин інтенсивність відкладення бензидинової мітки дещо знижується на 14-у та 30-у добу, а починаючи із 45-ї до 90-ї доби життя включно - зростає. У потомства тварин, які отримували утрожестан у другому періоді вагітності відкладення бензидинової мітки є максимальним на 30-у та -45-у добу, а починаючи з 60-ї доби життя – знижується. У потомства щурів після введення утрожестану у третьому періоді вагітності до 45-ї доби після народження спостерігається хвилеподібний характер відкладення мітки бензидину на мембрані звивистих сім'яних трубочок, а починаючи з цього терміну – стає стабільним у відставанні від цього показника у контрольних та інтактних щурів.
Тучні клітини, лімфоцити, фібробласти та фіброцити у всіх групах тварин до 5-ї доби життя є майже соn-А - негативними, а у експериментальних тварин обох груп залишаються такими по 14-у добу життя включно. В подальшому щільність розподілу рецепторів до лектину конканаваліну-А на цитоплазматичних мембранах фібробластів та фіброцитів інтактних та контрольних тварин є досить незначною і дещо зростає на 60-у та 90-у добу життя. Цитоплазматична мембрана тучних клітин та лімфоцитів у інтактних щурів забарвлюються дещо інтенсивніше і стабільно однаково протягом усього терміну спостереження. У експериментальних щурів обох груп на мембранах тучних клітин та лімфоцитів накопичення con-A-рецепторів підвищується на 45-у добу після народження та надалі залишається стабільним до 90-ї доби життя включно. Щодо фібробластів та фіброцитів, то в обох експериментальних групах до 60-ї доби забарвлення їхніх цитоплазматичних мембран є доволі незначним, на 60-у добу життя у потомства тварин після введення утрожестану у другому періоді вагітності воно дещо зростає, а потім знову повертається на рівень 45-ї доби після народження.
У стінці кровоносних судин інтактних та контрольних тварин інтенсивність розподілу рецепторів до лектину конканаваліну-А зростає, починаючи з 5-ї доби життя і досягає максимуму на 45-у та 60-у добу, після чого знову дещо знижується. У потомства тварин після введення утрожестану у другому періоді вагітності цей показник до 30-ї доби є стабільним, потім дещо знижується і на 60-у та 90-у добу життя знову незначно підвищується, але є більш низьким за показники контролю. У потомства тварин, які отримували утрожестан у третьому періоді вагітності щільність розподілу рецепторів до лектину конканаваліну-А є максимальною на 14-у та 30-у добу, а потім знижується до 90-ї доби життя включно. У інтактній та контрольній групах тварин інтенсивність відкладення бензидинової мітки у інтерстиції яєчка поступово зростає після 5-ї до 90-ї доби життя включно. Цей показник в обох експериментальних групах суттєво не відрізняється, та є менш вираженим порівняно з контролем. Результати отриманих нами даних підтверджуються виконаними раніше дослідженнями розподілу фукозо- і манозогліканів у структурних компонентах яєчка щурів на тлі експериментального гіпотиреозу М. М. Синенько, Й.А Наконечним (2010), та А.М. Ященко (2004).
Таким чином, встановлено, що розподіл рецепторів до лектинів зародків пшениці, сої, арахісу та конканаваліну-А в яєчках щурів характеризується зональністю та динамічно змінюється протягом трьох місяців після народження. У потомства тварин після введення утрожестану у другому та третьому періодах вагітності змінюється щільність та характер розподілу рецепторів до цих лектинів, що відображає зміни морфофункціонального стану яєчок, які формуються у процесі післянатального періоду онтогенезу після дії жіночих статевих гормонів у плідному періоді.