Патологическая физиология. Учебное пособие-1

ческим раствором. Концентрированный раствор ДМСО, обладающий способностью быстро проникать в ткани и клетки, в зависимости от длительности контакта вызывает обратимую или необратимую альтерацию миокарда. Для получения необратимых изменений ЭКГ необходима длительная аппликация (не менее 15–20 мин). Для получения обратимой формы обычно достаточно нескольких секунд контакта.

Работа 2. Экспериментальная модель инфаркта миокарда

Крысе дают эфирный наркоз. Фиксируют животное на дощечке спинкой вниз и записывают электрокардиограмму. Затем вскрывают грудную клетку и перикард и с помощью иглодержателя и иглы подводят нить под коронарную артерию и накладывают на нее лигатуру. Производят запись электрокардиограммы через каждые 5–10 мин.

Работа 3. Изменения ЭКГ при экспериментальной коронарной недостаточности

Крысу фиксируют на дощечке спинкой вниз и внутримышечно вводят 10 %-ный раствор гексенала из расчета 0,1 мл на 100 г массы. Игольчатые электроды векторэлектрокардиоскопа (ВЭКС) вводят в

мышцы конечностей: в мышцы передней правой лапки – электрод, помеченный красным цветом, передней левой лапки – желтым, задней левой – зеленым цветом.

Включают ВЭКС, проводят калибровку (1 мВ – 10 мм). Проверяют все три отведения и устанавливают, в каком из них имеется максимальная величина зубца Р. Дальнейшую регистрацию ведут в этом отведении. Обращают внимание на характер ЭКГ у здорового животного. Далее животному подкожно вводят питуитрин (0,01 мл на 1 кг массы) и наблюдают за изменениями ЭКГ по мере развития коронарной недостаточности. Делают выводы о механизмах изменения ЭКГ.

Работа 4. Изменения ЭКГ при экспериментальном некрозе миокарда

Лягушку фиксируют на препаровальной доске спинкой вниз и в мышцы конечностей вводят игольчатые электроды ВЭКСа, как описано в предыдущей работе. Вскрывают грудную клетку и обнажают сердце.

Обращают внимание на особенности нормальной ЭКГ лягушки. Затем область верхушки сердца прижигают термокаутером. Зарисовываютполученные наЭКГизмененияианализируютполученныеданные.

31

Сердечная недостаточность

Работа 1. Изменения работы сердца в условиях перегрузки миокарда давлением

Наркотизированную и обездвиженную лягушку укрепляют на дощечке брюшком кверху. Затем широко вскрывают грудную полость и снимают с сердца перикард. Осторожно отпрепаровывают луковицу аорты и подходящие к сердцу снизу крупные вены и подводят под них провизорные лигатуры. Слегка приподняв на лигатуре дугу аорты, надсекают ее ближе к луковице и вводят в разрез кончик стеклянной канюли, предварительно заполненной раствором Рингера. Затем в момент систолы проводят кончик канюли между полулунными клапанами в полость желудочка. При условии правильного расположения канюли в ней тотчас появляется фонтанчик крови. В нужном положении шейку канюли фиксируют лигатурой и одновременно перевязывают венозные сосуды. С целью предупреждения тромбообразования промывают канюлю и полость сердца раствором Рингера, пользуясь шприцем с иглой. Дощечку с лягушкой помещают в заранее подготовленную для перфузии установку (рис. 6), также заполненную (без пузырьков воздуха) раствором Рингера, и подсоединяют к ней канюлю. Установив уровень жидкости в трубке на высоте 10 см, снимают зажим, регистрируют основные показатели работы сердца и по упрощенной формуле вычисляют его величину: А=МОхН, где А – работа (г/см), производимаясердцем за 1 мин; МО – минутный объем сердца, который равен ударному объему, умноженному на частоту сердечных сокращений сердца в минуту. Ударный объем (мл) определяют по разнице уровней жидкости в трубке в систоле и диастоле; Н – давление (см вод. ст.), определяемое расстоянием от сердца до уровня жидкости в трубке.

Рис. 6. Схема установки для перфузии сердца лягушки

32

Затем, используя зажимы, поднимают уровень жидкости на 30, 50 и 80 см, на каждом этапе вновь регистрируя все показатели, необходимые для определения работы сердца и производя соответствующие вычисления. На основании полученных данных строят график, отражающий зависимость работы сердца от величины нагрузки давлением. По оси абсцисс откладывают величины давления, на оси ординат – работу сердца. Делают заключения и выводы.

Работа 2. Изменения работы сердца при первичном нарушении функции кардиомиоцитов

Используя прежнюю модель и установив уровень жидкости вновь на высоте 10 см, на сердце наносят 1 мл 10 %-го раствора хлорида калия. Через 3–5 мин регистрируют ударный и минутный объем сердца и рассчитывают величину его работы. Затем, отмыв сердце от хлорида калия раствором Рингера, спустя 5–10 мин повторно проводят аналогичные измерения и сравнивают полученные результаты.

Работа 3. Нарушение сократительной способности миокарда

при изменении содержания в среде ионов кальция и калия

Обездвиженную лягушку фиксируют на дощечке спинкой вниз. Затем обнажают сердце и перевязывают обе дуги аорты. Делают из нитки небольшую петлю и накладывают ее на поверхность левого предсердия под левой дугой аорты. В середине пространства, ограниченного петлей, захватывают стенку предсердия пинцетом и надрезают тонкими ножницами. В образовавшееся отверстие вставляют канюлю, конец которой продвигают в желудочек. Далее, затянув петлю, укрепляют сердце в канюле. Канюлю промывают раствором Рингера. Приподнимают сердце за канюлю и вырезают его из тела лягушки. Раствор в канюле меняют до тех пор, пока он не станет прозрачным. Канюлю укрепляют в штативе. Верхушку сердца захватывают серфином и соединяют с рычажком Энгельмана. Записывают исходные сокращения изолированного сердца с нормальным раствором Рингера. Чтобы исследовать влияние на сердце ионов кальция к раствору Рингера добавляют несколько капель 1 %-го раствора хлорида кальция. Наблюдают усиление деятельности сердца с последующей остановкой в диастоле. Записав эффект, отмывают сердце раствором Рингера до восстановления прежней амплитуды и частоты сердечных сокращений. Далее перфузируют сердце раствором Рингера, не содержащим кальция. Когда сердце почти остановится, его вновь перфузируют нормальным раствором Рингера. Затем исследуют влияние на сердце ионов калия. Для этого к раствору Рингера добавляют несколько капель 1 %-го раствора хлорида калия. Наблюдают ослабление деятельности сердца и остановку в диастоле. Делают выводы, результаты заносят в протокол.

33

Патофизиология сосудистого тонуса

Работа 1. Экспериментальная модель артериальной гипертензии

У подопытной крысы оценивают окраску кожных покровов, характер и частоту дыхания. Затем внутрибрюшинно вводят 0,1 %-ный раствор адреналина (из расчета 0,7 мл на 100 г веса животного). Через 10 мин крысу забивают декапитацией или введением 1,0 мл гексенала. На вскрытии оценивают окраску и кровенаполнение органов брюшной полости и грудной клетки. Результаты фиксируют и делают выводы.

Работа 2. Экспериментальная модель артериальной гипотензии

У подопытной крысы оценивают окраску кожных покровов, характер и частоту дыхания. Далее внутрибрюшинно вводят 2 %-ный раствор папаверина (из расчета 1,0 мл на 100 г массы тела животного) и тщательно наблюдают за состоянием животного. Через 10 мин крысу забивают декапитацией или введением 1,0 мл гексенала. На вскрытии оценивают окраску и кровенаполнение органов брюшной полости и грудной клетки. Результаты фиксируют, делают выводы и обосновывают патогенез развивающихся изменений.

Патофизиология системы внешнего дыхания

Работа 1. Влияние коры головного мозга на продолжительность произвольной задержки дыхания

Для проведения опыта студенты делятся попарно: один – экспериментатор, другой – испытуемый. У испытуемого подсчитывают исходное число дыханий в минуту и определяют максимальную продолжительность задержки дыхания на вдохе. Вслед за прекращением произвольной задержки дыхания подсчитывают количество дыханий в минуту. После 5 мин перерыва опыт повторяют, предложив испытуемому к окончанию произвольной задержки дыхания произвести мышечное усилие. Сразу же после окончания опыта вновь определяют частоту дыханий. Весь период наблюдений сопровождается определением содержания оксигемоглобинавартериальнойкровипосредствомоксигемометра.

Работа2.Экспериментальнаямодельпериодического дыхания

Лягушку прочно с помощью резинок фиксируют на дощечке брюшком кверху. Дощечку с лягушкой закрепляют в штативе. К коже

34

нижней челюсти прикрепляют серфин и привязывают его к рычажку Энгельмана. Записывают на кимографе дыхательные движения диафрагмы рта лягушки в течение 3–4 мин. Затем лягушке под кожу боковой поверхности живота или в бедренный лимфатический мешок вводят 1–1,5 мл 20 %-го раствора нитрита натрия. Повторяют запись периодического дыхания с интервалами в 10–15 мин, наблюдают динамику изменений дыхания вплоть до его полной остановки. Оценивают и зарисовывают результаты опыта. Объясняют механизмы происхождения периодического дыхания.

Работа 3. Изменения дыхания при раздражении рецепторов верхних дыхательных путей

Подопытной крысе внутрибрюшинно вводят уретан из расчета 1,5 мл 10 %-го раствора на 100 г массы тела. После развития наркотического состояния животное привязывают к препаровальному столику брюшком кверху. При помощи серфина и рычажка Энгельмана на ленте кимографа записывают дыхательные движения грудной клетки. Затем к мордочке крысы подносят помещенную в небольшую воронку вату, смоченную несколькими каплями нашатырного спирта. При этом продолжают регистрировать дыхательные движения. После восстановления дыхания производят анестезию слизистой оболочки верхних дыхательных путей введением в носовые ходы по 2–3 капли 1–2 %-го раствора кокаина, дикаина или 5 %-го раствора новокаина. Через 5–10 минут к мордочке крысы вновь подносят вату, смоченную раствором аммиака, регистрируя при этом изменения дыхания. Сравнивают реакции крысы на аммиак до и после анестезии слизистой оболочки верхних дыхательных путей.

Работа 4. Роль вагуса в происхождении инспираторной и экспираторнойодышек

Подопытную крысу наркотизируют путем внутримышечного введения 10 %-го раствора гексенала из расчета 0,1 мл на 100 г массы. После наступления наркоза отпрепаровывают оба ствола блуждающих нервов и подводят под них лигатуры. Затем к коже эпигастральной области прикрепляют серфинку или крючок с ниткой и перерезают дистальнее лигатур. Регистрируют изменение дыхания после ваготомии. Далее центральный конец одного из нервов помещают на электроды и раздражают электрическим током от электростимулятора. При частоте раздражения 15–20 имп/с, изменяя напряжение тока, находят пороговую величину, при которой возникают удлинение инспирации и остановка дыхания на фоне вдоха. Затем при частоте стимуляции 150–200 имп/с

35

аналогичным способом находят порог, необходимый для увеличения продолжительности фазы экспирации и остановки дыхания на выдохе. Описывают и зарисовывают результаты опыта. Объясняют механизмы развития брадипноэ, инспираторной иэкспираторной одышек.

Патофизиология печени

Работа 1. Качественное определение билирубина в моче по Ван-ден-Бергу

Для проведения прямой реакции Ван-ден-Берга к моче прибавляют диазореактив Эрлиха в соотношении 2:1 и наблюдают за изменением цвета. Для проведения непрямой реакции Ван-ден-Берга в центрифужную пробирку к 1 мл исследуемой мочи прибавляют 1 мл спирта и центрифугируют 5 мин. Затем к надосадочному слою прибавляют 0,25 мл диазореактива. Изменение цвета содержимого пробирки свидетельствует о наличии непрямого билирубина.

Работа 2. Количественное определение билирубина в моче

Для определения количества билирубина к 5 мл мочи добавляют 2 капли 0,2 %-го водного раствора метиленового синего, что вызывает окрашивание мочи в зеленый цвет. При дальнейшем добавлении краски появляется синее окрашивание. Затем подсчитывают количество капель метиленового синего, необходимого для перехода зеленого цвета в синий. При расчете содержания билирубина в моче учитывают, что на окисление 0,1 мг билирубина идет 4 капли 0,2 %-го раствора метиленового синего. Далее переводят в мг % по формуле:

0,1хА/4х20,

где А – количество капель, пошедшее на титрование до перехода зеленого цвета в синий. Реакция считается положительной при содержании в моче 2–3 мг % билирубина.

Работа 3. Качественная реакция на уробилин в моче

Для определения уробилина к 6 мл мочи добавляют 2–3 капли серной кислоты и 3 мл сернокислого эфира. Затем содержимое пробирки осторожно взбалтывают, верхний эфирный слой жидкости отсасывают и наслаивают на соляную кислоту, находящуюся в другой пробирке в количестве 3 мл. При наличии уробилина на границе раздела двух жидкостей образуется кольцо красного цвета.

36

Работа 4. Общетоксическое действие желчи на организм

Под кожу спины лягушки в лимфатический мешок вводят 1–1,5 мл желчи (бычьей или свиной). Лягушку помещают под большую стеклянную воронку. Наблюдают за общим состоянием животного, обращают внимание на спонтанную двигательную активность, мышечный тонус, координацию движений (в частности, способность перевернуться из положения на спине в нормальное положение).

Работа 5. Влияние желчи на сердечную деятельность

Обездвиженную лягушку (разрушением спинного мозга) фиксируют на дощечке спинкой вниз, вскрывают грудную клетку и снимают перикард, обнажают сердце. При помощи серфина верхушку сердца соединяют с рычажком Энгельмана и записывают сердечные сокращения на ленте кимографа. Затем пипеткой на сердце наносят несколько капель желчи в различных разведениях (1:10, 1:5, 1:2). После каждой аппликации сердце отмывают изотоническим раствором хлорида натрия. Наблюдают за изменениями частоты сердечных сокращений, обращая внимание на их амплитуду.

Далее наблюдают за изменениями частоты сокращений изолированного сердца под воздействием желчи. Для этого вырезанное сердце лягушки помещают на часовое стекло с раствором Рингера и подсчитывают частоту сердечных сокращений. Затем в раствор Рингера добавляют несколько (2–5) капель цельной желчи и через 1–3 мин повторно подсчитывают сокращения, после чего сердце отмывают изотоническим раствором хлорида натрия.

Когда исходная частота сердечных сокращений восстановится, на сердце наносят несколько (2–5) капель предварительно подогретой до 45–50 °С, а затем охлажденной желчи и подсчитывают частоту сердечных сокращений.

Примечание. Подогретая желчь теряет способность изменять ритм и частоту сердечных сокращений. Это обусловлено тем, что желчные кислоты неустойчивы к нагреванию и разрушаются.

Работа6.Влияниежелчина скоростьдвигательногорефлекса

Наркотизированной лягушке проводят декапитацию и подвешивают за нижнюю челюсть на штативе. Через 5–10 мин после декапитации лапку лягушки опускают в стаканчик со слабым 0,2 %-ным раствором хлористоводородной кислоты. Определяют время, через которое возникает двигательная реакция на раздражение кислотой. Лапку тщательно отмывают чистой водой после каждого погружения в ки-

37

слоту. Проведя 2–3 повторные пробы, устанавливают средний латентный период реакции. Затем в лимфатический мешок лягушки вводят 0,5–1 мл желчи и через 15–20 мин после введения желчи повторно определяют латентный период двигательного рефлекса. Устанавливают изменение латентного периода рефлекса после введения желчи.

Далее на той же лягушке отпрепаровывают и перерезают седалищный нерв, чтобы выяснить, на какие звенья рефлекторной дуги оказывает действие желчь. При помощи электростимулятора раздражают периферический и центральный отростки нерва, наблюдают за сокращением мышц на препарованной и контрлатеральной лапках.

Аналогичный контрольный опыт ставят на лягушке без введения желчи.

Работа 7. Определение протромбинового индекса плазмы

В пробирку, находящуюся в водяной бане с температурой 37 °С, наливают 0,1 мл исследуемой плазмы, затем добавляют 0,1 мл тромбопластина и 0,1 мл 0,55 % хлористого кальция и включают секундомер. Отмечают время свертывания плазмы. Затем определяют протромбиновое время нормальной плазмы. Индекс вычисляют как соотношение протромбинового времени нормальной плазмы к исследуемой, выраженной в процентах.

Патофизиология пищеварения

Работа 1. Изменение моторной функции желудка при экспериментальном перитоните

Для воспроизведения экспериментального перитонита в брюшную полость лягушек за 24 ч до опыта вводят 2 мл 5 %-го раствора нестерильного пептона. Лягушку с перитонитом и контрольную лягушку фиксируют на дощечке спинкой вниз и вскрывают брюшную полость. Место перехода желудка в 12-перстную кишку с помощью серфинок соединяют с рычажком Энгельмана и записывают на кимографе исходную моторику. Затем обеим лягушкам вводят в бедренный лимфатический мешок 0,5 мл 0,1 %-го раствора ацетилхолина. Повторяют запись сокращений желудка через 5 и 10 мин после введения ацетилхолина. Сравнивают и анализируют полученные кимограммы сокращений желудка лягушки с экспериментальным перитонитом и контрольной лягушки.

38

Патофизиология почек

Работа1.Определениеудельноговеса,цветаипрозрачностимочи

Удельный вес мочи определяют с помощью урометра. Мочу наливают в цилиндр и медленно погружают в нее урометр. Цифра на шкале урометра, до которой он погрузился, и будет соответствовать удельному весу мочи. Цвет и прозрачность мочи определяются на глаз, реакция при помощи лакмусовой бумажки.

Работа 2. Качественная проба на белок

В узкую пробирку наливают небольшое количество 1 %-го раствора азотной кислоты в насыщенном растворе поваренной соли. Держа пробирку в наклонном положении, пипеткой осторожно наслаивают мочу по стенке пробирки, следя, чтобы она не смешалась с реактивом. В присутствиибелканаграницеобеих жидкостейобразуетсябелоекольцо.

Работа 3. Проба на желчные пигменты в моче

В пробирку наливают 1 мл мочи. Осторожно по стенке наслаивают такое же количество концентрированной азотной кислоты. На границе жидкостей при наличии пигментов образуется зеленое кольцо.

Работа 4. Определение глюкозы в моче экспресс-методом

Бумажку глюкотеста погружают в испытуемую мочу так, чтобы полностью смочить желтую полоску. Немедленно извлекают бумажку из жидкости и кладут смоченным концом на пластмассовую пластину, выдерживая в таком положении около 2 мин. По истечении срока экспозиции, не снимая бумажку с пластинки, сравнивают изменившуюся окраску цветной полосы на бумажке с цветной шкалой, имеющейся в комплекте. Содержание глюкозы в моче оценивают по наиболее совпадающему со шкалой цвету полоски.

Работа 5. Определение ацетона в моче экспресс-методом

На полоску фильтровальной бумаги кладут таблетку, содержащую нитропруссид натрия, и наносят на нее пипеткой две капли исследуемой мочи. Через две минуты окраску таблетки сравнивают с цветной шкалой.

При отсутствии ацетона цвет таблетки не изменяется, при его наличии таблетка окрашивается от розового до фиолетового.

39

Патофизиология эндокринной системы

Работа 1. Изменения тонуса меланофоров и окраски кожи при экспериментальной недостаточности гормонов гипофиза

Опыт проводят на трех лягушках: двум лягушкам удаляют гипофиз, третья – контрольная.

Операционный подход к гипофизу осуществляется через полость рта. По средней линии твердого неба производят разрез слизистой длиной 1–1,5 см, после чего слизистую отсепаровывают и обнажают покровную клиновидную кость. Из-под центральной части покрова клиновидной кости просвечивает гипофиз в виде круглого образования величиной 1–1,5 мм. Ножницами у основания клиновидной кости делают поперечный разрез длиной 3–4 мм. Ножницы вводят в

разрез и в переднем направлении делают два продольных разреза длиной 6–7 мм. Приподнимая костный лоскут, обнажают гипофиз и пинцетом удаляют его. Через 1,5–2 ч сравнивают окраску кожи контрольного и экспериментальных животных.

Одной из экспериментальных лягушек вводят 0,5–1,0 мл питуитрина в спинной лимфатический мешок. Через 15–20 мин вновь проводят сравнение окраски животных. Делают заключение о причинах и механизмах изменений окраски животных.

Работа 2. Изменения диуреза при увеличении содержания в крови гормонов задней доли гипофиза

Опыт проводится на взрослых крысах-самцах одинакового веса (150–180 г), у которых введением большого количества воды искусственно вызывается усиленный диурез. Накануне с вечера из клеток убирают пищу.

На следующий день к началу опыта каждую крысу взвешивают и вводят с помощью зонда в пищевод воду из расчета 5 мл на 100 г массы, после этого половину крыс оставляют для контроля, а остальным инъецируют препарат задней доли гипофиза. Затем крыс поодиночке сажают в большие стеклянные воронки со вставленными металлическими сетками.

Все воронки устанавливают в стойки и под каждую подставляют мензурку для сбора и измерения количества мочи. Собирают мочу у экспериментальных животных, измеряют и сравнивают ее количество у контрольных крыс и крыс, которым был введен препарат. Делают заключение о причинах и механизмах выявленных различий.

40