Тема 2. Микроклональное размножение растений и получение безвирусного посадочного материала. Работа 1. Вычленение апикальных меристем и регенерация растений.

Объяснение. В культуре тканей можно размножать растения и получать оздоровленный (безвирусный) посадочный материал. Для оздоровления растений используют культуру апексов или культуру апикальных меристем, так как в стеблевой апекс вирусы проникают медленнее, чем в другие части растений. При культивировании апексов размножение вирусов подавляется реакцией рас-тительного организма на травму, вызванную отсечением верхушки. Обычно на питательные среды высаживают небольшую часть меристемы до 0,5 мм. В целом закономерность такова: чем меньше величина меристемы, тем больше вероятность получения безвирусных растений. Биотехнология позволяет получать безвирусный оздоровленный посадочный материал практически всех сельскохозяйственных культур. Наиболее полно разработана технология получения безвирусного картофеля. Система первичного семеноводства и оздоровления посадочного материала картофеля включает следующие этапы: подготовка клубней для вычленения апикальных меристем, вычленение апикальных меристем, регенерация растений из мери-стем, адаптация растений-регенерантов в защищенном грунте, получение пер-вой продукции безвирусного материала в открытом грунте, выращивание без-вирусного посадочного материала в первичных звеньях семеноводства, сохра-нение коллекции сортов. В культуре тканей используются апексы верхушечных и боковых почек. Чтобы исключить влияние метаболитов клубня на проростки и повысить реге-нерационную способность исходного материала из средней части клубня выре-зают глазки с частью паренхимы (1,5 ґ 1,5 см). Глазки проращивают на песке, предварительно обработанном сухим жаром. Этиолированные проростки вы-ращивают в темноте при температуре 25 + 2оС, влажности воздуха 70–80 %. Пе-сок дважды в день увлажняют, через 7–10 дней проводят подкормку раствором Кнопа. Апикальные меристемы проростков изолируют на 12–13 пластохроне*. Изо-лированные меристемы культивируют в асептических условиях на питательных средах с богатым содержанием макро- и микросолей, с повышенной концен-трацией цитокининов (6-БАП 2 мг/л). В культуральной комнате с кондициони-рованным воздухом поддерживают температуру 25 + 2оС, влажность воздуха 70 %, освещенность 5 кLx и фотопериод 16 часов. * Пластохрон – промежуток времени между инициациями двух листовых бугорков. В среднем от посадки меристемы на среду до формирования проростков с 5–6 листочками проходит 30–45 дней, в некоторых случаях от 2 до 8 месяцев. Среды по мере истощения обновляют, и проростки периодически пересажива-ют на новые среды в стерильных условиях.

Материалы и оборудование. Ламинар-бокс, бинокулярный микроскоп МБС-9 или МБС-10, флаконы со стерилизующими растворами, (0,2 % диацид или 70 % спирт), чашки Петри, стерильная дистиллированная вода, стерильные инст-рументы: пинцеты, препарировальные иглы, скальпели, спиртовка, пробирки со средой.

Ход работы. 1. Поверхность ламинара, штативы, пробирки, микроскоп обработать ульт-рафиолетом и 96 % спиртом. Руки протереть спиртом. Препарировальные иглы, пинцеты, скальпели поместить в 96 % спирт и перед каждой манипуляцией об-жигать на пламени спиртовки. 2. Проростки (2 см) отделить от клубней и поместить в чашки Петри со сте-рилизующими растворами: в диацид на 3–5 минут, в спирт на 1–2 минуты. 3. Проростки промыть 3 раза стерильной дистиллированной водой и пере-нести в стерильные чашки Петри. 4. Тонкой препарировальной иглой у проростков удалить все листья, после-довательно обнажая верхушечные и боковые меристемы с примордиями. 5. Меристему с 1–2 примордиями отделить от проростков, при этом величи-на экспланта должна быть не более 100–250 мкм. 6. Экспланты перенести в пробирку на поверхность питательной среды. 7. Пробирки закрыть пробками, поместить в штатив и перенести в культу-ральную комнату. 8. Результаты зарисовать через 2–4 недели, сделать выводы.

Работа 2. ПРОЛИФЕРАЦИЯ ПОБЕГОВ И МИКРОЧЕРЕНКОВАНИЕ СТЕРИЛЬНЫХ ПРОРОСТКОВ.

Объяснение.

Микроклональное размножение пробирочных растений осуще-ствляют с помощью черенкования. Такое размножение основано на подавлении апикального доминирования и активации пазушных меристем при удалении верхушки побега. Из пазушных почек на питательных средах образуются побеги. Растения, сформировавшие 5–6 листочков, в стерильных условиях извлекают из пробирок и разрезают на части (отрезок стебля с листом и пазушной почкой). Черенки высаживают на глубину междоузлия в питательные среды либо без гормонов, либо с добавлением ауксинов. Черенки культивируют в тех же условиях, что и меристемы: при температуре 24–25оС днем и 19–20оС ночью, освещенности 5–6 кLx и продолжительности фотопериода 16 часов. Рост стебля и корней начинается на 3–4 день после посадки на питательную среду, а полностью растения формируются через 12–15 дней. Каждое последующее черенкование проводят через 14–20 дней. Из одного растения можно получить 5–8 черенков, а через 2–3 месяца – 3–5 тыс. черенков. Нижнюю часть растения используют для ИФА. Растения, зараженные вирусами, бракуют, а здоровые дают начало мериклонам (меристематическим клонам). Если почки или черенки высадить на питательные среды с высоким содержанием цитокининов, то образуется конгломерат почек и побегов. Полученные побеги легко отделяются друг от друга, их можно либо укоренить, либо использовать для дальнейшего микрочеренкования.

Материалы и оборудование. Ламинар-бокс, пробирки с проростками, про-бирки с питательной средой, скальпели, препарировальные иглы, спиртовка, флакон с 96 % спиртом.

Ход работы. 1. Подготовить ламинар-бокс и инструменты к работе. 2. В ламинаре извлечь стерильные проростки из пробирок. 3. Побеги разделить на микрочеренки (междоузлие с почкой) и посадить в питательную среду на глубину междоузлия. 4. Пробирку закрыть пробкой, поместить в штатив и перенести в культу-ральную комнату. 5. Результаты зарисовать через 2–4 недели. Сделать выводы о степени пролиферации почек различных сельскохозяйственных культур.

Работа 3. ИНДУКЦИЯ КОРНЕОБРАЗОВАНИЯ ПРИ МИКРОКЛОНАЛЬНОМ РАЗМНОЖЕНИИ РАСТЕНИЙ.

Объяснение. Для укоренения растений, образовавшихся при микрочеренковании, их необходимо пересадить на новую питательную среду. Черенки и побеги легко укореняются на средах с обедненным составом минеральных солей (среда Уайта, Мурасиге-Скуга, разбавленная вдвое), либо на средах с добавлением ауксинов: ИУК, НУК, ИМК. Проростки, сформировавшиеся в пробирках со средами, можно рассматривать как небольшие укорененные растения, которые необходимо адаптировать к обычным условиям выращивания. Такие растения лучше пересаживать в грунт, когда полностью сформируются 5–6 листьев и достаточно разрастутся корни. Однако, разные виды культурных растений по-разному приспосабливаются к изменению условий среды. Каждое растение требует специально подобранных условий культивирования в грунте, которые устанавливают экспериментально.

Материалы и оборудование. Пробирки с проростками, пробирки с пита-тельными средами для индукции корнеобразования: без гормонов и с добавле-нием ИУК, стерильные инструменты, ламинар-бокс, спиртовки, флакон с 96 % спиртом, вата, стерильные чашки Петри.

Ход работы. 1. В стерильных условиях проростки извлечь из пробирок и стерильным пинцетом перенести в пробирки с питательными средами для укоренения. 2. Пробирки с пересаженными растениями поставить в штативы и перене-сти в культуральную комнату с освещением 5 кLx, температурой 25 + 2оС и влажностью воздуха 70 %. 3. Результаты укоренения оценить через 1–4 недели, сделать рисунки. 4. Укоренившиеся растения перенести в ящики или вегетационные сосуды с торфом и песком (3:1).

Работа 4. ПОЛУЧЕНИЕ МИКРОКЛУБНЕЙ КАРТОФЕЛЯ IN VITRO

Объяснение. В практике биотехнологии на искусственных питательных средах с определенным набором биологических регуляторов можно вызвать пролиферацию почек и побегов, укоренить их, а также индуцировать образова-ние микроклубней. Для этого обычно используют среды с высоким содержани-ем минеральных солей (Мурасиге-Скуга), углеводов (сахарозы до 8 % от объе-ма среды), цитокининов, абсцизовой кислоты, хлорхолинхлорида. В течение первых10–12 суток после черенкования растения выращивают на обычном фотопериоде (16–17 часовой) с интенсивностью освещения 3–5 кLx, при температуре 25оС днем и 19–20оС ночью. Последующее культивирование проводят на 12 часовом фотопериоде при той же степени освещенности и тем-пературе. В некоторых случаях, после выращивания в условиях длинного дня пробирки переносят в холодильник с температурой 10оС. образование микро-клубней происходит через 1–1,5 месяца. Микроклубни хранят в холодильнике при температуре +2 +5оС и влажности воздуха до 95 %. Их закладывают в стерильные пробирки без среды по 10 штук в каждую и закрывают пробками (срок хранения до 6 месяцев). Таким образом, создаются условия, соответствующие периоду покоя картофеля, что способст-вует лучшей всхожести и жизнеспособности растений. Весь период от микрочеренкования до получения микроклубней составляет 60–65 дней.

Материалы и оборудование. Ламинар-бокс, пробирки с питательной средой для получения микроклубней, пробирки со стерильными проростками, имею-щими 5–6 сформированных листьев, флаконы с 96 % спиртом для стерилизации инструментов, скальпели, пинцеты, препарировальные иглы, спиртовка, вата, стерильные чашки Петри.

Ход работы. 1. В стерильных условиях, стерильными инструментами извлечь проростки с хорошо сформированными корнями из пробирок и перенести на питательные среды для индукции клубнеобразования. 2. Пробирки с пересаженными в них растениями закрыть и перенести в культуральную комнату. 3. Провести наблюдение процесса клубнеобразования через 4–6-8 недель культивирования. 4. Результаты зарисовать, сделать выводы на основании теории гормональ-ной регуляции. 5. Заложить микроклубни на хранение.

Работа 5. ИММУНОФЕРМЕНТНЫЙ АНАЛИЗ. ТЕСТИРОВАНИЕ РАСТИТЕЛЬНОГО МАТЕРИАЛА НА СОДЕРЖАНИЕ ВИРУСОВ

Объяснение. Принцип метода ИФА заключается в следующем: к одному из компонентов антиген-антитело присоединяют фермент, другой компонент сор-бируют на твердой фазе. Затем проводят реакцию нейтрализации, добавляют субстрат и определяют активность комплекса. Активность фермента, то есть количество образовавшихся комплексов антиген-антитело пропорционально содержанию вирусов. Для анализа используют полистероловые плата, в лунки которых добавляют сыворотку и антитела, полученные на основе тестируемых вирусов из крови млекопитающих. Антитела адсорбируются на поверхности ячеек плата в течение 6 часов. Ос-татки сыворотки удаляют специальным буфером. Затем в лунки вносят иссле-дуемые вытяжки растений (сок листьев, клубней). При наличии вирусного за-ражения образуется комплекс вирус-антитело. Обязательно готовят контроль-ные плата (без заражения). После промывания буфером в ячейки добавляют ан-титела в комплексе с ферментами: фосфотазой и пероксидазой. В присутствии вируса на поверхности плата образуется комплекс антиген-антитело-фермент. Если материал стерилен, комплексы не образуются, а остатки фермента отмы-ваются буфером. После всех описанных выше манипуляций в лунки плата до-бавляют субстрат, на котором работает фермент (для фосфотазы необходимы эритроциты крови, которые разрушаются в ее присутствии). В результате реакции между ферментом и субстратом окраски растворов в лунках плата изменяются в зависимости от степени заражения вирусом: нет ок-раски – «-» – вирус отсутствует, светло-коричневая окраска – «+» – среднее за-ражение вирусом, ярко-коричневая окраска –«++» – высокая степень заражения вирусом. Для успешного тестирования вирусов необходимо создать стандартные ус-ловия, использовать высококачественные антитела, ферменты, плата.

Материалы и оборудование. Полистероловые плата, растительные вытяжки, гомогенизатор, сыворотки, растворы ферментов, кровь млекопитающих, бу-ферный раствор, центрифуга, растительный материал.

Ход работы. 1. Растительный материал гомогенизируют и центрифугируют. 2. Заполнить сывороткой полистероловые плата и оставить для инкубации на 6 часов. 3. Промыть плата буфером. 4. Внести в лунки плата центрифугат и оставить для инкубации на 1 час. 5. Промыть плата буфером. 6. Заполнить плата сывороткой с ферментом и оставить на 1 час. 7. Промыть плата буфером. 8. Внести в лунки субстрат для фермента. 9. Протестировать изменение окраски в лунках плата по шкале. 10. Отобрать образцы без вирусов, со слабой степенью заражения и с силь-ным заражением вирусом. 11. Результаты тестирования зарисовать, сделать выводы о качестве поса-дочного материала.

Работа 6. ПОЛУЧЕНИЕ БЕЗВИРУСНОГО ПОСАДОЧНОГО МАТЕРИАЛА МЕТОДОМ ТЕРМОТЕРАПИИ В СОЧЕТАНИИ С КУЛЬТИВИРОВАНИЕМ АПИКАЛЬНЫХ МЕРИСТЕМ

Объяснение. В случае заражения посадочного материала вирусами приме-няют термотерапию. Предварительно клубни без бактериальных и грибковых инфекций тестируют ИФА. Затем их размещают в кюветах со стерильным пес-ком и проращивают 1–2 недели при температуре 28–30оС, 4 недели при темпе-ратуре 37–38оС и влажности воздуха 70–80 %. Дважды в день песок увлажняют, через 7–10 дней проводят подкормку раствором Кнопа и микроэлементов по прописи Мурасиге-Скуга: 5 мл маточного раствора на 1 л раствора Кнопа. Клубни жаровыносливых сортов можно сразу выращивать при температуре 37–38оС и влажности воздуха 70 %. Режим тепловой обработки для каждого сорта подбирают эксперименталь-но. В случаях заражения растений мозаичными, веретеновидными, нитевидны-ми, палочковидными вирусами термическая обработка малоэффективна. По-этому дополнительно используют биотехнологические методы: метод апикаль-ных меристем. Для этого перед термообработкой верхушки растений картофеля срезают и помещают на 5 часов в раствор гетероауксина (50 мг/л). Укоренен-ные проростки помещают в культуральные камеры или комнату с температурой воздуха 37оС, почвы – 30–32оС, с фотопериодом 16 часов на 4–6 недель. Термообработку обычно проводят осенью и зимой. Весной из растений вы-членяют пазушные почки от 0,3 до 1 мм и высаживают на питательные среды (МС без гормонов, pH 5,7).

Материалы и оборудование. Клубни картофеля, кюветы с песком, флаконы с водой, кюветы с проращенными и прошедшими термотерапию растениями, ламинар-бокс, бинокулярный микроскоп МБС-9 или МБС-10, стерильные скальпели, препарировальные иглы, флаконы с 96 % спиртом, хлорамином, спиртовки, пробирки с питательными средами.

Ход работы. 1. Здоровые клубни картофеля тщательно промыть проточной водой. 2. Клубни обработать стерилизующим раствором (спирт, хлорамин), про-мыть проавтоклавированной водой. 3. Вырезать глазки с частью паренхимы (1,5 ґ 1,5 см) и поместить в кюветы для проращивания и термотерапии. 4. Проростки, прошедшие термотерапию, поместить в 6 % раствор хлора-мина на 5 минут, промыть стерильной дистиллированной водой. 5. В ламинар-боксе под микроскопом вычленить апикальные меристемы и поместить их в пробирки с питательными средами. 6. Весь растительный материал перенести в культуральную комнату. 7. Результаты зарисовать через 2–4-6–8 недель.

Работа 7. ПОЛУЧЕНИЕ БЕЗВИРУСНОГО ПОСАДОЧНОГО МАТЕРИАЛА МЕТОДОМ ХИМИОТЕРАПИИ В СОЧЕТАНИИ С МЕТОДОМ АПИКАЛЬНЫХ МЕРИСТЕМ.

Объяснение. Для химиотерапии используют специальные вещества-ингибиторы вирусов: ферменты, влияющие на нуклеиновые кислоты (РНК-азы). Непосредственную обработку клубней ферментом можно проводить ме-тодом инфильтрации в вакуумной камере в течение 20 минут, что приводит к большому расходу вещества. Поэтому эффективнее добавлять РНК-азы в пита-тельные среды для культивирования апексов. РНК-аза стимулирует рост и развитие растений из апексов и ингибирует развитие вирусов. В результате применения такой технологии выращивания на 10–35 % повышается приживаемость меристем на питательных средах, на 30–40 % больше образуется растений-регенерантов.

Материалы и оборудование. Пробирки с питательными средами, ламинар-бокс, фильтры Зейтца, стерильная бидистиллированная вода, флаконы с 96 % спиртом, спиртовки, микроскопы МБС-9 или МБС-10, стерильные инструмен-ты (скальпели, препарировальные иглы, пинцеты), раствор РНК-азы (0,01 н), химическая посуда (колбы на 50–100 мл, стаканы на 50–100 мл, мерные цилинд-ры), проростки картофеля.

Ход работы. 1. Раствор РНК-азы профильтровать через фильтр Зейтца, добавить в 100 мл среды Мурасиге-Скуга и разлить в пробирки с застывшей стерильной средой до 0,5 см. 2. Простерилизовать проростки картофеля в 6 % хлорамине 5 минут. 3. Проростки промыть стерильной дистиллированной водой и поместить в стерильные чашки Петри. 4. В условиях ламинар-бокса под микроскопом вычленить апикальные ме-ристемы и поместить на среды без фермента (контроль) и с ферментом (опыт). 5. Пробирки с меристемами перенести в культуральную комнату. 6. Результаты зарисовать через 2–4-6 недель, сделать выводы.

Контрольные вопросы к теме 2. 1. Что такое микроклональное размножение растений: основные этапы? 2. Каковы основные способы микроклонального размножения? 3. Как получить безвирусный посадочный материал? 4. Какой из способов получения безвирусного посадочного материала Вы бы предпочли в своей работе? 5. Чем отличаются питательные среды для пролиферации побегов, индук-ции корнеобразования, культивирования меристем, получения микроклубней? 6. Как протестировать посадочный материал на степень заражения вируса-ми?

ТЕМА Ш. ДЕДИФФЕРЕНЦИАЦИЯ И КАЛЛУСОГЕНЕЗ В КУЛЬТУРЕ РАСТИТЕЛЬНЫХ КЛЕТОК И ТКАНЕЙ. Работа 1. ПОЛУЧЕНИЕ КАЛЛУСОВ ИЗ ЛИСТЬЕВ ТАБАКА.

Объяснение. Каллусная клетка, в результате деления которою возникает каллус, представляет собой один из типов клеточной дифференцировки. Для растения in vivo каллус – это группа клеток, возникающая при травмах и защи-щающая место поранения (раневая паренхима). В ней накапливаются питатель-ные вещества для регенерации анатомических структур или утраченного орга-на. Дифференцированные клетки объединяются в растении в ткани и выполня-ют определенные функции. Клетки различаются не только функционально, но и морфологически. На питательных средах с большим содержанием ауксинов (2,4 Д) клетки экспланта дедифференцируются и переходят к пролиферации. Особенности де-дифференциации клеток экспланта зависят от генетики и эпигенетики эксплан-та. Клетки утрачивают прежние функции и морфологию. Причем, чем меньше структурно и химически дифференцирована клетка, тем легче получить каллус. В клетке, готовящейся к делению, стимулируется синтез всех форм РНК, начинается репликация ДНК, исчезают специфические тканевые белки-антигены, синтезируются новые, специфичные для каллусных клеток. Меняется активность структурных генов и белкового аппарата клеток. Дедифференциа-ция специализированных клеток начинается с обогащения их элементами цито-плазмы: микротрубочками, мембранами ЭПС и комплекса Гольджи, рибосома-ми, исчезают хлоро- и хромопласты, продукты их деятельности; может образо-ваться много ядер или увеличиться число хромосом; укрупняются вакуоли. Каллус, выращиваемый поверхностным способом, представляет собой аморфную массу тонкостенных паренхимных клеток, не имеющую строго оп-ределенную структуру. Клетки каллуса либо бесцветны, либо имеют желтова-тый оттенок. В зависимости от происхождения и условий культивирования раз-личают каллусы: рыхлые, с сильно оводненными, легко отделяющимися друг от друга клетками; средней плотности, с зонами меристематическои активно-сти; плотные, с зонами редуцированного камбия и сосудов. В биотехнологии, для отработки методик культивирования, чаще всего ис-пользуют те виды растений, которые и в обычных условиях легко укореняются, регенерируют, образуют каллус. Поэтому большинство методов получения и культивирования каллуса разработано для табака. Каллусы можно получить практически из любой части растения, так как клетки табака легко дедиффе-ренцируются и переходят к пролиферации. Для культивирования каллусов из листьев табака используют среду Мурасиге-Скуга с добавлением ауксинов (2,4 Д).

Материалы и оборудование. Растения табака, 6% раствор хлорамина, колбы со стерильной дистиллированной водой, чашки Петри со стерильной питатель-ной средой для индукций каллусогенеза.

Ход работы. 1. Листья табака поместить в стерилизующий раствор на 5 минут, затем промыть стерильной дистиллированной водой 3 раза. 2. Стерильным скальпелем вырезать срединную жилку листа с участком па-ренхимы: длиною 1,5–2 см, шириной 1 см.  3. Поместить экспланты на питательные среды (перед каждой манипуляци-ей инструменты обрабатывать спиртом и обжигать на пламени спиртовки). 4. Чашки Петри с эксплантами перенести в термостат для индукций каллу-согенеза при температуре 25 + 2о С. 5. Результаты зарисовать через 2–4 недели.

Работа 2. ПОЛУЧЕНИЕ КАЛЛУСОВ ИЗ НЕЗРЕЛЫХ ЗАРОДЫШЕЙ И УЗЛОВ КУЩЕНИЯ ПШЕНИЦЫ.

Объяснение. Каллусы из различных органов пшеницы на искусственных питательных средах впервые были получены в 1968 году. Их можно использо-вать для изучения солеустойчивости, устойчивости к температурному стрессу, получения суспензий и протопластов. Для индукции каллусогенеза обычно используют стерильные пробирочные растения, выращенные из зародышей на средах без гормонов. Растения для получения каллусов можно вырастить в теплице. Для этого набухшие семена помещают на 5 недель в холодную камеру на яровизацию при 2оС, проростки высаживают в вегетационные сосуды и выращивают до дости-жения молочною спелости. Незрелые зародыши выделяют и переносят на пита-тельные среды.

Материалы и оборудование. Ламинар-бокс, пробирки с питательной средой, пробирки со стерильными растениями, колосья пшеницы в стадии молочной спелости, инструменты: препарировальные иглы, пинцеты, скальпели, стериль-ная бумага, 6% раствор хлорамина, стерильная дистиллированная вода, спир-товки, флаконы с 96 % спиртом. Ход работы. 1. Незрелые зерновки поместить в стерилизующий раствор на 5 минут. 2. Промыть 3 раза стерильной дистиллированной водой. 3. Простерилизовайные зерновки поместить на стерильные бумажные мос-тики. 4. Препарировальной иглой вычленить зародыши и перенести в пробирки с питательными средами. 5. Пробирки с зародышами закрыть пробками и поставить в штатив. 6. Пробирочные растения пшеницы выложить на стерильные бумажные матрасики и разрезать на небольшие части по 5–10 мм, выделить междоузлия с участками листового влагалища. 7. Перенести экспланты на питательные среды МС + 2,4 Д в концентрации 4мг/л. 8. Зарисовать каллусы через 2–4 недели, сделать выводы о морфологии кал-лусов, рассмотреть каллусные клетки под микроскопом.

Работа 3. ПОЛУЧЕНИЕ КАЛЛУСОВ ИЗ КОРЕШКОВ ФАСОЛИ.

Объяснение. Каллусы можно получать из разных частей растения, в том числе из кончиков корней. Образование каллуса происходит в области первич-ных и вторичных меристем. Процесс каллусообразования зависит от размера экспланта. Оптимальная величина экспланта 5–10 мм3 и масса 20–100 мг. Многие ткани имеют физиологическую полярность. Поэтому каллус лучше образуется на той стороне экспланта, которая ближе к апикальным меристемам корня. Кончики корней легко образуют каллус, если они помещены на среду горизонтально, тогда как сегменты стебля лучше формируют каллус, если их поместить вертикально. Для культивирования на питательных средах лучше использовать стериль-ные корешки, полученные при проращивании семян в стерильных условиях.

Материалы и оборудование. Семена фасоли, 6% раствор хлорамина, сте-рильные инструменты: пинцеты, скальпели, препарировальные иглы, чашки Петри с питательными средами для индукции каллусогенеза, стерильные чашки Петри, флаконы со спиртом и стерильной дистиллированной водой.

Ход работы. 1. Семена фасоли поместить в чашки Петри (по 15 штук в чашку), залить раствором хлорамина до полного погружения семян в жидкость и оставить на 20 минут. 2. Промыть семена стерильной дистиллированной водой 3 раза. 3.Стерильные семена залить стерильной водой и оставить для набухания на 24 часа. 4.Семена с разрушенной кожурой удалить, а жизнеспособные семена про-стерилизовать повторно 6% хлорамином 20 минут. 5. Промыть семена стерильной дистиллированной водой 3 раза. 6. Семена перенести в стерильные чашки Петри (по 5 штук в чашку). 7. Стерильным пинцетом придерживать семя, а стерильным скальпелем надрезать оболочку. 8. Стерильным скальпелем и препарировальной иглой изолировать корешки (2–3 мм) и перенести в чашки Петри со стерильной дистиллированной водой (по 15 штук в чашку). 9. Корешки стерильной препарировальной иглой поместить на поверхность агаризованной среды и слегка вдавить в агар для обеспечения хорошего контакта со средой (среда ШХ+10 мг/л п-ХФУК+2 мг/л 2,4Д+0,1 мг/л ки-нетина).

Работа 4. СУБКУЛЬТИВИРОВАНИЕ КАЛЛУСОВ.

Объяснение. В цикле выращивания каллусные клетки после ряда делений проходят обычный онтогенез: растут растяжением, дифференцируются и де-градируют. Рост каллуса внешне отражает образная кривая. Ростовой цикл на-чинается с посадки экспланта на среду (начало культивирования), а завершает-ся в момент прекращения митозов (стационарная фаза). В лагфазе (латентной фазе) клетки не делятся, не увеличиваются в размере, имеют низкую метаболическую активность. В экспоненциальной фазе (фазе ло-гарифмического роста) клетки активно делятся митозом. В ранней экспоненте увеличивается количество митохондрий (синтезируется АТФ), рибосом, всех видов РНК, синтезируются белки, активизируется метаболизм, интенсивно по-глощается кислород. Поздняя экспонента или фаза латентного роста, характе-ризуется снижением удельной скорости роста, замедлением клеточного деле-ния, увеличением среднего размера клеток за счет растяжения. В стационарной фазе размер клеток продолжает увеличиваться, а их деление прекращается. В поздней стационарной фазе (фаза деградации) за счет истощения среды клетки стареют и умирают. Продолжительность ростового цикла каллусных клеток 21–28 дней. В про-цессе культивирования каллус пассируют (пересаживают на свежую питатель-ную среду) каждые 4–6 недель. Масса транспланта (фрагмента ткани, который пассируют на свежую питательную среду) составляет 60–100 мг на 20–40 мл среды.

Материалы и оборудование. Пробирки с каллусами, пробирки с питатель-ной средой для культивирования каллусов, инструменты: пинцеты, препариро-вальные иглы, флакон с 96 % спиртом, ламинар-бокс, спиртовка.

Ход работы. 1. В асептических условиях извлечь каллусы из пробирок и поместить на стерильную поверхность (столик ламинар-бокса, обработанный 96 % спиртом и УФ-излучением), стерильной препарировальной иглой выделить зоны мери-стематической активности (белые мелкие клетки). 2. Транспланты величиной 2–3 мм поместить на поверхность питательной среды (МС+ИУК – 0,5 мг/л + кинетин – 0,5 мг/л). 3. Результаты культивирования зарисовать через 2–4 недели, по результатам взвешиваний через 1–2-3–4 недели построить график роста каллуса.

Контрольные вопросы к теме Ш. 1. Назвать основные способы культивирования каллусов. 2. Что такое дедифференциацйя и пролиферация клеток? 3. Чем характеризуются основные фазы ростового цикла каллуса? 4. Отличаются ли по морфологии каллусы различных видов растения? 5. Для каких целей используют культуру каллусов в биотехнологии, генети-ке и селекции? 6. Какие питательные среды используют для индукции каллусогенеза и культивирования каллусов?