2.5. Распад биоплёнок

Существование биоплёнки завершается её распадом. Данная стадия жизненного цикла является очень важной, так как приводит не столько к гибели клеток составлявших биоплёнку, сколько к появлению новых свободноживущих клеток способных к образованию новой биоплёнки [22, 34]. Распад биоплёнки чаще всего является ответом на изменения внешней среды как то прекращение поступления питательных веществ, или наоборот, резкое их появление [16, 34]. Таким образом, распад биоплёнки носит характер фенотипического ответа на действие тех факторов внешней среды, действие которых микроорганизмам выгоднее переживать в свободном состоянии.

Распад биоплёнки сопровождается перестройками матрикса за счёт ферментов синтезируемых бактериями, а так же дерепрессией синтеза компонентов жгутика [34]. Однако процесс распада не сопровождается выживанием всех клеток составлявших биоплёнку. Большая часть клеток погибает, обычно или за счёт активации синтеза аутолизинов, или за счёт действия биосурфактантов.

Важным механизмом, обеспечивающим распад биоплёнки является ферментативная деградация компонентов матрикса. Примером фермента, который разрушает полисахариды матрикса и обеспечивает открепление клеток и разрушение биоплёнки является N-ацетил-β-гексозамидаза синтезируемая Actinobacillus actinomycetemcomitans которая кодируется геном dspB [18]. Этот фермент разрушает N-ацетилированные аминосахара матрикса биоплёнки, обеспечивая высвобождение живых клеток (рис. 11.). Биоплёнки сформированные dspB-мутантами A. actinomycetemcomitans не способны высвобождать живые клетки при своём распаде [17]. Однако, ферментативная деградация матрикса, сопровождающаяся откреплением живых клеток в подавляющем большинстве случаев обусловлена работой не отдельных ферментов, а сложных мультферментных комплексов.

Рис. 11. Высвобождение живых клеток при распаде микроколоний некоторых микроорганизмов.

Важную роль в процессе распада биоплёнки играют специфические механизмы клеточной сигнализации [39]. Такие механизмы основаны на использовании ряда сигнальных молекул. Цис-11-метил-2-додекановая кислота – так называемый диффундирующий сигнальный фактор выделенный от Xanthomonas campestris является как регулятором патогенности, таки обеспечивает высвобождение эндо-β-1,4-маннаназы, фермента вовлечённого в деградацию матрикса [11]. Эти данные позволили предположить, что некоторое количество видов бактерий способны синтезировать стресс-регуляторы индуцирующие распад биоплёнки. Так, синтезируемая P. aeruginosa цис-2-додекановая кислота способна действовать в качестве мессенджера и провоцировать распад биоплёнки Escherichai coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus aureus, Bacillus subtilis и Candida albicans [8].

Наконец, в процессе распада биоплёнок существенную роль играют бактериофаги [42]. При этом их роль не сводится только к разрушению клеток микроорганизмов. Так, многие бактериофаги кодируют широкий спектр ферментов разрушающих экзополисахариды. Эти ферменты обладают высокой степенью специфичности и играют огромную роль в разрушении некоторых ЭПС. Многие бактериофаги могут кодировать различные токсины и факторы, индуцирующие экспрессию суицидальных аутолизинов.

Литература

1. Cisar J.O. Structural and antigenic types of cell wall polysaccharides from viridans group streptococci with receptors for oral actinomyces and streptococcal lectins. / Cisar, J.O., ???? // Infect. Immun. – 1997. – V. 65. – P. 5035-5041

2. Clemans D.L. Insertional inactivation of genes responsible for the D-alanylation of lipoteichoic acid in Streptococcus gordonii DL1 (Challis) affects intrageneric coaggregations. / Clemans D.L., ???? // Infect.Immun. – 1999. – V. 67. – P. 2464-2474

3. Danese P. N. Exopolysaccharide production is required for development of Escherichia coli K-12 biofilm architecture. / Danese P. N., L. A. Pratt, and R. Kolter. // J. Bacteriol. – 2000. – V. 182. – P. 3593-3596.

4. Danese P. N. The outermembrane protein, Ag43, mediates cell-to-cell interactions in E. coli biofilms. / Danese P. N., L. A. Pratt, S. Dove, R. Kolter // Mol. Microbiol. – 2000. – V. 37. – P. 424–432.

5. Davey Marry Ellen. Microbial Biofilms: from Ecology to Molecular Genetics / Marry Ellen Davey, George A. O’toole. // Microbiology and molecular biology reviews. – 2000. – V. 64. – № 4. – P. 847-867.

6. Davies D. G. Regulation of the alginate biosynthesis gene algC in Pseudomonas aeruginosa during biofilm development in continuous culture. / Davies D. G., G. G. Geesey. // Appl. Environ. Microbiol. – 1995. – V. 61. – P. 860-867.

7. Davies D. G. The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm. / Davies D. G., M. R. Parsek, J. P. Pearson, B. H. Iglewski, J. W. Costerton, E. P. Greenberg. // Science. – 1998. – V. 280. – P. 295-298.

8. Davies D. G. A fatty acid messenger is responsible for inducing dispersion in microbial biofilms. / Davies D. G., Marques, C. N. H. // J. Bacteriol. – 2009. – V. 191. – P. 1393-1403

9. Demuth D.R. Tandem genes encode cell-surface polypeptides SspA and SspB which mediate adhesion of the oral bacterium Streptococcus gordonii to human and bacterial receptors. / Demuth D.R., ???? // Mol. Microbiol. – 1996. – V. 20. – P. 403-413

10. Demuth D.R. Structural and functional variation within the alanine-rich repetitive domain of streptococcal antigen I/II. / Demuth D.R., Irvine D.C. // Infect. Immun. – 2002. – V. 70. – P. 6389-6398

11. Dow J. M. Biofilm dispersal in Xanthomonas campestris is controlled by cell–cell signalling and is required for full virulence to plants. / Dow J. M. ????? // Proc. Natl Acad. Sci. USA. – 2003. – V. 100. – P. 10995-11000

12. Du L.D. Identification of saliva regulated genes of Streptococcus gordonii DL1 by differential display using random arbitrarily primed PCR. / Du L.D., Kolenbrander P.E. // Infect. Immun. – 2000. – V. 68. – P. 4834-4837

13. Egland P.G. Identification of independent Streptococcus gordonii SspA and SspB functions in coaggregation with Actinomyces naeslundii. / Egland P.G., ???? // Infect. Immun. – 2001 – V.69. – P. 7512-7516

14. Garrett E. S. Negative control of flagellum synthesis in Pseudomonas aeruginosa is modulated by the alternative sigma factor AlgT (AlgU). / Garrett E. S., D. Perlegas, D. J. Wozniak. // J. Bacteriol. – 1999. – V. 181. – P. 7401-7404.

15. Genevaux P. A rapid screening procedure to identify mini-Tn10 insertion mutants of Escherichia coli K-12 with altered adhesion properties. / Genevaux P., S. Muller, P. Bauda. // FEMS Microbiol. Lett. – 1996. – V.142. – P.27-30.

16. Gjermansen M. Characterization of starvation-induced dispersion in Pseudomonas putida biofilms. / Gjermansen M. Ragas P., Sternberg C., Molin S., Tolker-Nielsen T. // Environ. Microbiol. – 2005. – V. 7. – P. 894-906

17. Hans-Curt Flemming. The biofilm matrix. / Hans-Curt Flemming, Jost Wingender. // Natural reviews: microbiology. – 2010. – V. 8. – P. 623-633.

18. Kaplan J. B. Genes involved in the synthesis and degradation of matrix polysaccharide in Actinobacillus actinomycetemcomitans and Actinobacillus pleuropneumoniae biofilms. / Kaplan J. B., ????? // J. Bacteriol. – 2004. – V. 186. – P. 8213-8220

19. Klier C.M. Actinomyces serovar WVA963 coaggregation-defective mutant strain PK2407 secretes lactose-sensitive adhesion that binds to coaggregation partner Streptococcus oralis 34. / Klier C.M., ???? // Oral Microbiol. Immunol. – 1998. – V. 13. – P. 337-340

20. Kolenbrander P.E. Oral microbial communities: biofilms, interactions, and genetic systems. / Kolenbrander P.E. // Annu. Rev. Microbiol. – 2000. – V. 54. – P. 413-437

21. Love R.M. Coinvasion of dentinal tubules by Porphyromonas gingivalis and Streptococcus gordonii depends upon binding specificity of streptococcal antigen I/II adhesin. / Love R.M., ????. // Infect. Immun. – 2000. – V. 68. – P.1359-1365

22. Ma L. Assembly and development of the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix. / Ma L., ??????? // PLoS Pathog. – 2009. – V. 5. – e1000354

23. Makin, S. A. The influence of A-band and B-band lipopolysaccharide on the surface characteristics and adhesion of Pseudomonas aeruginosa to surfaces. / Makin S. A., T. J. Beveridge. // Microbiology. – 1996. – V. 142. – P.299-307.

24. McCarter L. Flagellar dynamometer controls swarmer cell differentiation of V. parahaemolyticus. / McCarter L., M. Hilmen, M. Silverman.// Cell. – 1988. – V. 54. – P. 345-351

25. McCarter L. Surface-induced swarmer cell differentiation of Vibrio parahaemolyticus. / McCarter L., M. Silverman. // Mol. Microbiol. – 1990 – V. 4. – P. 1057-1062

26. McNab R. Cell surface polypeptide CshA mediates binding of Streptococcus gordonii to other oral bacteria and to immobilized fibronectin. / McNab R., ???? // Infect. Immun. – 1996. – V.64. – P. 4204-4210

27. McNab R. Cell wall-anchored CshA polypeptide (259kilodaltons) in Streptococcus gordonii forms surface fibrils that confer hydrophobic and adhesive properties. / McNab R., ???? // J. Bacteriol. – 1999. – V. 181. – P. 3087-3095

28. Mizunoe Y. Isolation and characterization of rugose form of Vibrio cholerae O139 strain MO10. / Mizunoe Y., S. N. Wai, A. Takade, S. I. Yoshida. // Infect. Immun. – 1999. – V. 67. – P. 958-963

29. Moeck G.S. Coulton J.W. TonB-dependent iron acquisition: mechanisms of siderophore-mediated active transport. / Moeck G.S., Coulton J.W. // Mol. Microbiol. – 1998. – V. 28. – P. 675-681

30. O’Toole G. A. Flagellar and twitching motility are necessary for Pseudomonas aeruginosa biofilm development. / O’Toole G. A., R. Kolter. // Mol. Microbiol. – 1998. – V.30. – P. 295-304

31. O’Toole G. A. The global carbon metabolism regulator Crc is a component of a signal transduction pathway required for biofilm development by Pseudomonas aeruginosa. / O’Toole G. A., K. A. Gibbs P. W. Hager P. V. Phibbs Jr., R. Kolter. // J. Bacteriol. – 2000. – V. 182. – P. 425-431

32. Pratt L. A. Genetic analysis of Escherichia coli biofilm formation: defining the roles of flagella, motility, chemotaxis and type I pili. / Pratt L. A., R. Kolter. // Mol. Microbiol. – 1998. – V. 30. – P. 285-294.

33. Rickard A. H. Bacterial coaggregation: an integral process in the development of multi-species biofilms. / Rickard A. H. P. Gilbert, N. J. High, et al. // Trends Microbiol. – 2003. – V. 11. – P. 94-100.

34. Sauer K. Characterization of nutrient-induced dispersion in Pseudomonas aeruginosa PAO1 biofilm. / Sauer K., ????? // J. Bacteriol. – 2004. – V. 186, 7312–7326.

35. Shaniztki B. Characterization of a novel N-acetylneuraminic acid-specific Fusobacterium nucleatum PK1594 adhesin. / Shaniztki B., ???? // Oral Microbiol. Immunol. – 1998. – V. 13. – P. 47–50

36. Takahashi Y. A specific cell surface antigen of Streptococcus gordonii is associated with bacterial hemagglutination and adhesion to a2-3-linked sialic acid-containing receptors. / Takahashi Y., ???? // Infec Immun. – 1997. – V. 65. – P. 5042-5051

37. Takahashi Y. Identification and characterization of hsa, the gene encoding the sialic acid-binding adhesin of Streptococcus gordonii DL1. / Takahashi Y., ????? // Infect. Immun. – 2002. – V. 70. – P. 1209-1218

38. Watnick P. I., R. Kolter. 1999. Steps in the development of a Vibrio cholerae El Tor biofilm. / Watnick P. I., R. Kolter. // Mol. Microbiol. – 1999. – V. 34. – P. 586-595.

39. Webb Jeremy S. Cell Death in Pseudomonas aeruginosa Biofilm Development. / Jeremy S. Webb, Lyndal S. Thompson, Sally James. et al. // Journal of bacteriology. – 2003. – V. 185. – № 15. – P. 4585-4592.

40. Whittaker C.J. Mechanisms of adhesion by oral bacteria. / Whittaker C.J., ????. // Annu. Rev. Microbiol. – 1996. – V. 50. – P. 513-552

41. Yildiz F. H. Vibrio cholerae O1 El Tor: identification of a gene cluster required for the rugose colony type, exopolysaccharide production, chlorine resistance, and biofilm formation. / Yildiz F. H., G. K. Schoolnik. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1999. – V.96. – P. 4028-4033.

42. Zegans Michael E. Interaction between Bacteriophage DMS3 and Host CRISPR Region Inhibits Group Behaviors of Pseudomonas aeruginosa. / Michael E. Zegans, Jeffrey C. Wagner, Kyle C. Cady, et al. // Journal of bacteriology. – 2009. – V. 191. – № 1. – P. 210-219.