
- •Современные методы исследования биологически активных веществ
- •Современные методы исследования биологически активных веществ
- •1. Общие положения
- •1.1 Спектральные методы анализа
- •1.2 Высокоэффективная жидкостная хроматография
- •1.2.1 Преимущества метода
- •1.2.2 Основной принцип хроматографического разделения.
- •1.2.3 Устройство жидкостного хроматографа
- •1.2.3.1 Насосы
- •1.2.3.2 Устройство для формирования градиента
- •1.2.3.3 Инжекторы
- •1.2.3.4 Детекторы для вэжх
- •1.2.3.5 Сосуды для подвижной фазы
- •1.2.3.6 Колонки
- •2 Методики выполнения лабораторных работ
- •2.1 Спектрофотометрическое определение витамина в6 (пиридоксина гидрохлорида) 5% в инъекционных препаратах
- •2.2 Метод рн дифференциальной спектрофотометрии определения массовой доли суммы антоцианинов в соковой продукции.
- •2.3 Спектрофотометрическое определение количественного содержания аскорбиновой кислоты (витамина с) в напитках.
- •2.4 Определение содержания витаминов в1, в2 методом вэжх в премиксах.
- •2.5 Определение содержания и состава углеводов с помощью метода вэжх.
- •2.5.1 Основы ионообменного метода
- •2.5.2 Выбор подвижной фазы и условий разделения.
- •2.5.3 Проведение испытания
- •3. Список рекомендуемой литературы
2.5.2 Выбор подвижной фазы и условий разделения.
Ионообменное, разделение обычно выполняют при применении водных растворов солей, которым придаются буферные свойства. Иногда добавляют в ПФ небольшое количество смешивающихся с водой органических растворителей – метанола, этанола, ацетонитрила, тетрагидрофурана. Сила и селективность растворителя зависят от типа и концентрации буферных ионов и других солей, от значения рН и от вида и
концентрации добавленных органических растворителей.
Удерживание в ионообменной хроматографии зависит от двух процессов: распределения образца между водной подвижной фазой и органической неподвижной и образования ионных пар (т.е. анионного или катионного обмена), причем последний процесс доминирует. Сила электростатического взаимодействия заряженных ионизированных групп вещества с заряженными группами ионообменника влияет на распределение вещества между фазами. Некоторые гидрофобные соединения или вещества, способные образовывать водородные связи, могут
взаимодействовать с материалом матрицы неспецифически.
Степень удерживания образца снижается с увеличением ионной силы подвижной фазы и увеличивается с увеличением ионообменной емкости сорбента. Ионная сила подвижной фазы возрастает при возрастании концентрации буфера и сохранении неизменным рН или при добавлении соли. Важна также концентрация буферных растворов, так как в растворе наблюдается конкуренция между ионами образца и буфера. Уменьшение концентрации буферного раствора увеличивает сродство смолы к образцу, что приводит к увеличению времени удерживания. Концентрация буферного раствора обычно находится от 0,001 до 6 моль/л, причем верхняя граница определяется растворимостью соли, используемой в качестве буфера, а нижняя – самой буферной силой, так как в слабом буферном растворе нельзя контролировать уровень рН. Сильных буферных растворов также следует избегать, так как возможно выпадение осадка и забивание колонок. В ионообменной хроматографии применяют следующие буферные растворы: ацетатный, фосфатный, цитратный, формиатный, аммиачный, боратный. Селективность разделения в ионообменной хроматографии зависит от концентрации и вида буферных ионов и органических растворителей, а также от рН среды.
Биохимические пробы принято разделять при низких температурах, часто при 4 °С, хотя в современной ВЭЖХ при быстрых разделениях вероятность разрушения образца при 20–30 °С резко снижается. Повышение температуры может привести к снижению k' для всех компонентов образца, а снижение ионной силы подвижной фазы может привести к обратному явлению. Вводимые количества образца не должны превышать 5 % суммарной ионообменной емкости. Так, для соединений с молекулярной массой 200–500 предполагается введение около 50 мг пробы на 1 г полимерного сорбента.
Желательно, чтобы вводимый объем образца не превышал 1/3 объема
первого интересующего пика.
2.5.3 Проведение испытания
Цель занятия: ознакомление с ионообменным методом ВЭЖХ определения количественного содержания и состава углеводов в медах с использованием метода внешнего стандарта или абсолютной калибровки
Сущность метода.
Сущность метода заключается в извлечении углеводов из навески меда водой и определении их состава и количественного содержания на жидкостном хроматографе с рефрактометрическим детектором методом ионообменного элюирования с использованием калибровочного графика стандартов.
Материалы и оборудование.
1. Хроматограф жидкостной с насосом Waters1525EFи рефрактометрическим детекторомWaters2414 с диапазоном измерения по коэффициенту рефракции 1-1,75RIU
2. Колонка хроматографическая стальная Sugar–Pak, размером 6.5×300 мм, наполненная микрокристаллическим катионообменным гелем в кальциевой форме.
3. Установка ультразвуковая с частотой ультразвука 43-45 кГц.
4. Весы лабораторные по ГОСТ 24104с пределами абсолютной погрешности однократного взвешивания ±0,1 мг.
5. Фильтры с размером пор 0,45 мкм, диаметром 13 мм.
6. Элюент 0,0001 М раствор кальция ЭДТА (кальциевая соль этилендиаминотетрауксусной кислоты), приготовленный на воде с удельным сопротивлением 2 мега Ом*см.
7. Глюкоза кристаллическая гидратная , х.ч. по Гост 975-88.
8. Фруктоза кристаллическая, х.ч.имп.
9. Вода деионизованная с удельным сопротивлением 2 мега Ом*см.
Построение градуировочных графиков для стандартов глюкозы и фруктозы.
(1,0+0,0005) г стандартного образца препарата глюкозы растворяют в деионизованной воде в колбе вместимостью 100 мл, доводят этим же растворителем до метки и перемешивают. Получают основной стандартный раствор глюкозы с содержанием 10 мг/мл.
Из этого раствора готовят градуировочные (рабочие) растворы, содержащие 1 мг; 5 мг; 10мг; 15мг; 20 мг глюкозы в 100 мл соответственно. Для этого берут соответственно 0,1; 0,5; 1,0; 1,5; 2,0 мл основного раствора, помещают в мерные колбы вместимостью 100 мл, доводят до метки деионизованной водой и перемешивают.
Аналогичным образом готовят рабочие стандартные растворы для препарата фруктозы.
Растворы пригодны в день приготовления.
Рабочие стандартные растворы анализируют на жидкостном хроматографе при следующих условиях:
– хроматографическая колонка стальная Sugar–Pak, размером 6,5×300 мм, наполненная микрокристаллическим катионообменным гелем в кальциевой форме;
– подвижная фаза 0,0001 М раствор кальция ЭДТА (кальциевая соль этилендиаминотетрауксусной кислоты), приготовленный на воде с удельным сопротивлением 2 мега Ом*см;
– объем пробы 20 мкл;
– скорость подачи элюента 0,5 мл/мин;
– температура хроматографической колонки 80°С;
– температура детектора 50°С;
Время выхода хроматографического пика глюкозы составляет 9,5 мин, фруктозы 11,4 мин.
Каждый раствор хроматографируют по 2 раза и строят калибровочные графики для глюкозы и фруктозы соответственно, откладывая по оси ординат значения площадей хроматографических пиков, по оси абсцисс – значения содержания глюкозы или фруктозы в мг в 100 мл раствора.
Проверка градуировочных графиков.
Градуировочные графики контролируют не реже 1 раза в неделю. Для этого 1-2 рабочих раствора стандартов глюкозы и фруктозы хроматографируют при выше указанных условиях. Отклонения полученных результатов (площадь хроматографических пиков) от измеренных в момент построения градуировочного графика, А %, определяют по формуле (1)
|
(1) |
где, S1иS2–площади хроматографических пиков, определенные при построении градуировочного графика и в момент проверки соответственно.
При отклонении результатов более, чем на 5 %, строят новый градуировочный график по свежеприготовленным растворам препарата глюкозы и фруктозы.
Проведение анализа
Навеску меда массой 1 г, взвешенную с погрешностью не более 0,0005 г, помещают в стаканчик вместимостью 100 мл, приливают 50 мл деионизованной воды и перемешивают до полного растворения. Затем раствор количественно переносят в мерную колбу вместимостью 100 мл, доводят этим же растворителем до метки и перемешивают.
1 мл полученного раствора помещают в мерную колбу вместимостью 100 мл, доводят до метки деионизованной водой и перемешивают. Полученный раствор фильтруют через фильтр с размером пор 0,45 мкм и используют для хроматографирования.
Подготовку проб проводят в двух параллелях.
Хроматографирование
Полученные испытуемые растворы хроматографируют по 2 раза. На хроматограммах испытуемых растворов находят площади хроматографических пиков сахаров глюкозы и фруктозы, рассчитывают среднее значение площадей и по градуировочномым графикам определяют содержание соответствующих сахаров в 100 мл в мг.
Хроматографирование испытуемых растворов осуществляют в тех же условиях, что и стандартные растворы, при построении калибровочных графиков.
Обработка результатов испытания.
Содержание сахаров глюкозы (Х1) и фруктозы (Х2) в испытуемых образцах в мг/г определяют по формуле (2):
|
(2) |
Где, С1(С2) –содержание сахаров глюкозы и фруктозы в 100 мл, найденное по калибровочным графикам, в мг соответственно,;
m- масса навески меда, г;
100- разведение
Результат определения вычисляют с точностью до первого десятичного знака и округляют до целого числа.
За окончательный результат принимают среднее арифметическое результатов двух параллельных определений, допускаемое расхождение между которыми при доверительной вероятности Р=0,95 не должно быть более 10 % относительно среднего арифметического значения .