Экспрессия генов Патрушев

621

7.6. Другие современные методы исследования генов

Основным методическим достижением генной инженерии в исследовании генов является разработка способов выделения индивидуальных генов и экспрессии их в новом генетическом окружении в гомологичных и гетерологичных генетических системах. Именно эти аспекты генной инженерии были подробно рассмотрены в предыдущих разделах. Однако для изучения тонкой структуры уже клонированных генов, их картирования на хромосомах и исследования механизмов регуляции экспрессии были разработаны другие не менее эффективные методы.

7.6.1. Рестрикционное картирование генов

Полную, но, к сожалению, пока трудно интерпретируемую информацию о строении гена может дать только определение его первичной структуры, т.е. последовательности составляющих ген нуклеотидов. На практике при исследовании протяженных (до 40 т.п.о.) клонированных последовательностей нуклеотидов, включающих исследуемые гены, прежде всего строят их рестрикционные карты. Рестрикционные карты представляют собой схемы, изображающие взаимное расположение сайтов рестрикции для разных рестриктаз и расстояния между ними. Поскольку каждый сайт рестрикции является не чем иным, как строго определенной последовательностью нуклеотидов ДНК, рестрикционные карты наглядно заключают в себе информацию об особенностях первичной структуры картируемых участков генома.

Для построения рестрикционной карты используют гибридизацию по методу Е. Саузерна. Клонированный фрагмент ДНК отдельно или в составе вектора получают в препаративном количестве, затем его обрабатывают соответствующими рестриктазами и продукты рестрикции разделяют электрофорезом в агарозном геле. Количество образовавшихся рестрикционных фрагментов ДНК, обнаруживаемых после окрашивания бромистым этидием в виде флуоресцирующих полос в ультрафиолетовом свете, соответствует количеству сайтов рестрикции в том случае, если различия в размерах образовавшихся фрагментов ДНК достаточны для их разделения при электрофорезе.

622

Размеры рестрикционных фрагментов оценивают путем сравнения их электрофоретической подвижности с таковой фрагментов ДНК известных размеров. Получив информацию о количестве сайтов рестрикции в гене, далее определяют их взаимное расположение. Для этого в качестве зондов выбирают короткие фрагменты ДНК и после введения в них радиоактивной метки их гибридизуют с рестрикционными фрагментами ДНК, которые после электрофоретического разделения в агарозном геле были перенесены на нитроцеллюлозные или нейлоновые фильтры. По завершении гибридизации положение фрагментов ДНК, связавших метку, на фильтрах обнаруживают с помощью авторадиографии. Получение такой информации о принадлежности конкретных фрагментов ДНК, образовавшихся под действием различных рестриктаз, к 5’- или 3’-концевым частям исследуемой последовательности нуклеотидов обычно бывает достаточным для определения взаимного расположения различных сайтов рестрикции на рестрикционных картах.

7.6.2. "Прогулки и прыжки по хромосомам"

Многие гены в геноме эукариот располагаются в виде кластеров, члены которых функционально или эволюционно связаны друг с другом. В связи с этим в молекулярной генетике часто возникает задача клонирования генов, расположенных по соседству с уже выделенными генами. Для ее решения был разработан метод "прогулки по хромосоме". Из клонотеки генов, полученной на основе фаговых или космидных векторов, выделяют ген и короткие 5’- и 3’- концевой фрагменты его последовательности используют в качестве зондов для поиска фрагментов ДНК, перекрывающихся с этим геном. Основным требованием, предъявляемым к зонду, является принадлежность его к уникальной последовательности нуклеотидов, т.е. встречающейся в геноме только один раз. С использованием такого простого подхода были исследованы многие кластеры эукариотических генов, в частности β-глобинового локуса человека, структура которого представлена на рис. II.14.

623

Рис. II.14. Генетическая карта локуса β-глобинового гена человека,

полученная методом "прогулки по хромосоме"

Перекрывающиеся фрагменты геномной ДНК человека получены путем ее частичного расщепления рестриктазой EcoRI, сайты рестрикции для которой отмечены поперечными черточками. Указаны расстояния между EcoRI-сайтами рестрикции в т.п.о., гены β-глобинового локуса, а также названия рекомбинантных фагов λ

С помощью "прогулки по хромосоме" удается детально картировать участки ДНК длиной до 250 т.п.о. Недавно разработанный метод "прыжков по хромосоме" позволяет стыковать за один прием фрагменты ДНК общей длиной от 100 до 500–1000 т.п.о. В этом случае на первом этапе препарат высокомолекулярной ДНК расщепляют соответствующей рестриктазой и с помощью электрофореза в импульсном электрическом поле получают фракцию фрагментов ДНК одинакового размера (в данном примере ~100 т.п.о.) (см. рис. II.15). Затем фрагменты ДНК лигируют с маркерным геном, например геном устойчивости к антибиотикам, что приводит к образованию кольцевых молекул. Кольцевые молекулы ДНК расщепляют другой рестриктазой, для которой отсутствуют сайты рестрикции в маркерном гене, что сопровождается образованием коротких фрагментов ДНК, которые далее можно клонировать обычными способами. Полученную клонотеку фрагментов ДНК исследуют с использованием гибридизации с зондом, комплементарным точке начала "прыжка по хромосоме". Отобранные в результате гибридизации клоны

624

содержат маркерный ген, фланкированный изучаемыми последовательностями нуклеотидов, удаленными друг от друга на 100 т.п.о. Таким образом, получают информацию о последовательностях нуклеотидов, удаленных от точки начала "прыжка по хромосоме" на 100 т.п.о., и эти последовательности далее используют в качестве зонда для выделения и исследования фланкирующих ее фрагментов ДНК.

Рис. II.15. Схема метода "прыжков по хромосоме"

7.6.3. S1-картирование РНК и ДНК

Нуклеаза S1, специфически гидролизующая одноцепочечные ДНК и РНК, успешно используется для исследования колинеарности ДНК и кодируемой ей РНК, точного картирования мест инициации и терминации транскрипции на ДНК-матрицах, а также для оценки гомологии между двумя молекулами ДНК

625

или РНК. Для обнаружения интронов в изучаемых генах клонированный в составе геномной ДНК ген гибридизуют со зрелой РНК, кодируемой этим геном. При наличии в гене интронов их последовательности в ДНК-РНК-гибридах освобождаются в виде одноцепочечных участков и могут быть специфически гидролизованы S1-нуклеазой. При электрофоретическом разделении продуктов гидролиза в денатурирующих условиях при наличии интронов наблюдают появление фрагментов ДНК, причем на основании размеров фрагментов можно локализовать положение интронов в гене. Такой же подход используется и для анализа гомологии между двумя последовательностями нуклеиновых кислот или обнаружения мутаций.

Использование S1-нуклеазы позволяет с точностью до одного–двух нуклеотидов картировать положение точек инициации и терминации транскрипции внутри гена. И в этом случае короткие меченые фрагменты 5’- или 3’-концевых частей гена, заключающие в себе указанные последовательности ДНК, гибридизуют с исследуемыми РНК и образовавшиеся ДНК-РНК-гибриды инкубируют с S1-нуклеазой. Электрофоретическая подвижность полученного фрагмента ДНК, защищенного от действия S1нуклеазы концевой частью анализируемой РНК, сравнивается с таковой фрагментов того же участка ДНК, образующихся при его секвенировании по методу Максама-Гилберта. В результате однозначно определяют положение нуклеотидов во фрагментах исследуемых ДНК, которые защищены в ДНК-РНК- гибридах от действия S1-нуклеазы.

7.6.4. Футпринтинг

Принцип защиты последовательности нуклеотидов рестрикционных фрагментов ДНК белками от действия агентов, расщепляющих ДНК, лежит в основе футпринтинга – метода, позволяющего определять места специфических контактов белков с ДНК. Этот метод оказался особенно полезным для точной локализации последовательностей нуклеотидов генов, взаимодействующих с регуляторными белками, активаторами и репрессорами, а также с самими РНК-полимеразами, и своему появлению целиком обязан генной инженерии. Рестрикционные фрагменты ДНК, последовательности нуклеотидов которых известны, метят по одному из концов 32P и инкубируют с исследуемыми белками. Образовавшиеся комплексы белок–ДНК подвергают

626

действию агентов, гидролизующих ДНК, например ДНКазы I, в условиях неполного расщепления ДНК, и полученные продукты гидролиза разделяют с помощью электрофореза в полиакриламидном геле с последующей авторадиографией. В отсутствие белка на авторадиограммах наблюдают появление полного набора фрагментов ДНК в том виде, как это имеет место при обычном секвенировании ДНК. Участки ДНК, защищенные белком от действия ДНКазы, идентифицируются по исчезновению полос, соответствующих продуктам статистического расщепления ДНК, концы которых попадают в область связывания с белком. При этом на электрофоретических дорожках появляются характерные пропуски (или "следы" – footprints), что и дало название всему методу.

7.7. Стратегия выделения нового гена

После обсуждения основных экспериментальных приемов, используемых в современной генной инженерии, становится ясно, каким образом можно решить одну из основных методических задач молекулярной генетики, а именно: выделить требуемый ген и заставить его работать в новых для него генетических условиях. Такая задача наиболее просто решается в случае бактериальных и вирусных генов, поскольку геном этих микроорганизмов невелик. Кроме того, бактериальные гены, как правило, не содержат интронов и даже гетерологичные бактериальные гены хорошо экспрессируются в клетках E. coli. Но и клонирование эукариотических генов в настоящее время представляется вполне посильной задачей. Приняв решение о клонировании какого-либо эукариотического гена, прежде всего необходимо ответить на вопрос: нужна ли экспрессия рекомбинантного гена в клетках микроорганизмов или же можно ограничиться исследованием его структуры? Очевидно, что в первом случае нужно думать о создании клонотеки безинтронных кДНК, а во втором – клонотеки геномной ДНК исследуемого объекта, что в ряде случаев технически менее сложно. Задача становится более трудной, если отсутствуют сведения о первичной структуре клонируемого гена. Тогда единственным источником получения частичной информации о последовательности его нуклеотидов может быть кодируемый этим геном белок.

Определив последовательность нескольких N-концевых аминокислот белка, можно в соответствии с генетическим кодом синтезировать ряд

627

олигонуклеотидных зондов, которые далее используют для скрининга клонотеки генов. В этом случае удобнее использовать экспрессирующую клонотеку кДНК, так как для получения необходимой информации нужно будет исследовать меньшее количество клонов. Действительно, в клонотеках кДНК отсутствует большинство некодирующих последовательностей нуклеотидов, суммарная длина которых может значительно (на два–три порядка) превышать таковую значимых последовательностей. Однако при использовании таких клонотек особенно остро встает вопрос об их репрезентативности, поскольку внутриклеточное содержание индивидуальных мРНК сильно различается в клетках разных тканей. После выделения рекомбинантной ДНК, гибридизующейся с упомянутыми выше олигонуклеотидными зондами, можно идентифицировать кодируемый кДНК белок после ее экспрессии с использованием специфических антител. Альтернативно: кодирующий потенциал клонированной кДНК определяют после ее гибридизации с суммарной мРНК, выделяя фракцию мРНК, задерживаемой иммобилизованной кДНК на носителе, с последующей трансляцией мРНК в бесклеточной белоксинтезирующей системе. Кроме того, если клонированная кДНК кодирует мРНК исследуемого белка, то они и в растворе образуют специфический ДНК- РНК-гибрид, и мРНК перестает участвовать в трансляции в бесклеточной системе (метод прерванной трансляции). Наличие или отсутствие белкового продукта бесклеточной трансляции легко обнаружить с помощью специфических антител. После проведения таких исследований можно точно идентифицировать клонированную кДНК и использовать ее в качестве зонда для выделения целого гена из клонотеки геномной ДНК. Одновременно возможна экспрессия клонированной кДНК в клетках микроорганизмов или в гомологичных эукариотических клетках.

По-прежнему уникальной задачей, которая по плечу лишь большим международным коллективам, остается клонирование неизвестных генов животных и растений, функционирование которых можно заметить по сложным фенотипическим признакам, например симптомам системного наследственного заболевания. При выделении таких генов из генома человека работа начинается с проведения скрупулезного анализа сцепления исследуемого фенотипического признака и какого-либо полиморфного молекулярного маркера, например редкого аллеля HLA или минисателлитного локуса всех

628

членов семьи больного. После обнаружения сцепленных маркеров задача сводится к клонированию крупных фрагментов ДНК, включающих эти маркеры, их секвенированию, выявлению открытых рамок считывания, в которых пытаются обнаружить мутации, отсутствующие у здоровых индивидуумов. В случае удачи дальнейшая работа может проводиться по одной из вышеприведенных схем и должна закончиться идентификацией гена и его белкового продукта.

Примерно такой путь исследований в генной инженерии привел за последние 20 лет к клонированию множества генов, в том числе и неизвестных ранее, определению их структуры и особенностей функционирования. Аналогичные подходы легли в основу новых направлений молекулярной генетики. О некоторых из них речь пойдет ниже в других главах книги.

629

ГЛАВА 8. НАПРАВЛЕННЫЙ МУТАГЕНЕЗ И БЕЛКОВАЯ ИНЖЕНЕРИЯ

Многие мутации сопровождаются изменениями фенотипа мутантного организма на морфологическом или биохимическом уровне, хорошо различимыми визуально или с помощью биохимических методов. Такие мутационные изменения называют генетическими маркерами мутантного организма, так как они позволяют отличать мутанты от нормальных особей и прослеживать передачу мутантных генов в ряду поколений. Именно эта возможность следить за судьбой мутантных генов в потомстве, получаемом от скрещиваний родительских мутантных организмов, позволила в свое время создать мощное научное направление, называемое формальной генетикой, основанное на генетическом анализе наследования мутантных признаков.

До развития генной инженерии гены исследовали преимущественно методами генетического анализа с использованием мутантных признаков организмов в качестве генетических маркеров. Это давало возможность определения границ генов и построения их подробных генетических карт. Именно потребности генетического анализа привели к быстрому развитию классических методов получения мутаций: чем больше имеется мутаций в определенном гене, тем более подробную генетическую карту такого гена можно построить. Классические методы получения мутаций в конкретных генах основаны на отборе мутантных организмов в селектируемых условиях (например по устойчивости к антибиотикам) из большого числа организмов дикого типа и мутантных организмов, несущих мутации в других генах. После получения искомого мутантного организма можно локализовать мутацию на генетической карте и биохимическими методами исследовать ее проявление на молекулярном уровне. Например, с использованием очищенного мутантного фермента можно определить молекулярные изменения, приводящие к формированию мутантного фенотипа. Этот традиционный подход, не забытый окончательно и сегодня, дал очень много для развития классической и молекулярной генетики. Однако из-за низкой эффективности и большой трудоемкости метода его было трудно использовать для исследования высших организмов.

630

8.1. Методы направленного получения мутаций

Развитие генной инженерии революционизировало процесс получения мутаций в конкретных участках генома и анализ последствий этих мутаций на молекулярном уровне. Совокупность методов получения мутаций, основанных на использовании генно-инженерных подходов, называют направленным, или сайт-специфическим мутагенезом. Прообразом направленного мутагенеза является простая обработка клонированного гена химическими мутагенами in vitro, которая приводит к четкой локализации возникающих мутаций в пределах этого гена. В настоящее время разработано много эффективных методов сайт-специфического мутагенеза, позволяющих сознательно производить мутационные замены конкретных нуклеотидов. Направленное получение мутаций в сегментах рекомбинантных генов, введение мутантных генов в организм и исследование влияния полученных мутаций на функционирование гена – этот подход прямо противоположен классическим методам получения мутаций. Совокупность таких подходов получила название обратной генетики. Кроме того, возможность замены конкретных аминокислот в белках с известной первичной структурой, а также объединение в одной полипептидной цепи доменов различных белков и ферментов позволили, по сути дела, конструировать in vitro новые белки, не встречающиеся в природе, и привели к созданию в молекулярной генетике нового направления – белковой инженерии. В следующих разделах этой главы будут рассмотрены основные методы направленного мутагенеза и белковой инженерии, а также некоторые впечатляющие результаты, полученные с применением этих методов.

8.1.1. Получение делеций и вставок

Делецией называют потерю части нуклеотидов в геноме организма. Такой вид мутаций удобнее всего использовать для локализации (картирования) функционально значимых участков генов и кодируемых этими генами белков. Действительно, последовательное удаление все новых и новых участков ДНК на границах генов с помощью делеций оказалось исключительно плодотворным в обнаружении регуляторных элементов генов, исследовании их структурно-функциональных особенностей, взаимного расположения и влияния друг на друга. Простой и эффективный метод получения делеций любого