Техника получения крови и костного мозга

Получение крови. Небольшое количество крови можно получить из крове­носных сосудов внутренней поверхности ушной раковины, а также из краевой вены наружной поверхности. Более значительное количество крови для поста­новки реакции оседания эритроцитов и химического анализа лучше всего получать у лошадей, крупного рогатого скота и овец из яремной вены; у свиней из крупных сосудов уха или из хвоста, кончик которого надрезают, а у плото­ядных—из вены конечности.

У кур малое количество крови добывается из гребня или сережек, у уток и гусей—из мякоти ступни ног. Несколько капель крови из этих мест можно получить и без выдавливания. Значительное количество лучше всего получать из вены внутренней поверхности крыльев.

Перед взятием крови, волосяной покров на месте взятия, коротко выстри­гается или выбривается. Затем кожа протирается спиртом, а потом эфиром. Эфир высушивает кожу и вызывает реактивное расширение сосудов после их первоначального сужения. Если кожа грязная, ее вначале необходимо вымыть теплой водой с мылом, а затем хорошо просушить ватой и обезжирить эфиром.

Для получения малого количества крови из кровеносных сосудов лучше всего пользоваться оспопрививательным пером и инъекционной иглой. У птиц из гребня кровь берется иглой Франка, хотя можно пользоваться также и оспо­прививательным пером.

При уколе в кровеносный сосуд уха необходимо, с противоположной стороны, поддерживать ухо пальцем с целью создания твердой основы. Между пальцем и ухом должен быть положен небольшой ватный шарик, чтобы избе­жать поранения пальца.

Кровеносный сосуд должен пересекаться иглой поперек. При продольном проколе стенки сосуда быстро сходятся и кровь не выходит в ранку. Укол делается умеренной глубины, с таким расчетом, чтобы не проколоть противо­положной, второй стенки сосуда. Если ранка небольшая, кровь выделяется самопроизвольно небольшими каплями. Большие капли или вытекание крови струйкой нежелательны, особенно при приготовлении мазков. В случаях, когда кровь вытекает слабо или перестает выделяться, ухо можно слегка пода­вить или похлопать на противоположной стороне. Первые капли крови для гематологического исследования не используются и их удаляют ватным тампо­ном.

Взятие крови из крупных кровеносных сосудов у всех животных произво­дится обычно инъекционной иглой. При взятии крови из сосуда последний сдавливают ниже места укола рукой или резиновым жгутом. Прокол окружаю­щих тканей и кровеносного сосуда нужно стремиться сделать в один прием. Инструментарий, а также цилиндры для взятия крови должны быть простерили-зованы.

Кровь для бактериологических исследований насасывается стерильным шприцом и вводится в закрытый цилиндр через резиновую трубку или специаль­ную иглу, которой прокалывается пергаментная бумага, закрывающая цилиндр. Это делается для предотвращения засорения крови микроорганиз­мами из воздуха, с шерсти и рук.

Рис. 74. Иглы для взятия крови.

Для получения плазмы крови, необходимо в пробу крови добавить лимонно­кислый или щавелевокислый натрий (на 1 мл 0,002). После отстаивания или центрифугирования форменные элементы оседают на дно, а плазма отсасывается пипеткой. Получение сыворотки крови отличается в принципе только тем, что в кровь не добавляют цитрата. После некоторого стояния при комнатной температуре кровь свертывается и через некоторое время сыворотка отделяется от кровяного сгустка и отсасывается. Сыворотку можно получить также дефиб-ринируя кровь встряхиванием сосуда, в котором нахо­дятся стеклянные бусинки.

Взятие крови для клинических целей и при проведе­нии экспериментальных работ необходимо проводить по возможности в одни часы и однообразной методи­кой. Если у животного кровь берется из уха многократ­но, то необходимо уши чередовать и стараться брать вначале у кончика уха, а затем все ближе к основанию. Это необходимо для устранения влияния местной реакции на показания крови.

Принудительной фиксации лучше избегать, если же в этом встречается необходимость, то при всех исследо­ваниях нужно фиксировать животное одним и тем же методом, так как различные методы фиксации сказыва­ются не только на количественных показателях, но даже и на формуле крови.

Прижизненное получение костного мозга. Прижиз­ненное получение костного мозга производится с целью определения функциональной способности кроветвор­ных органов. В настоящее время методика получения костного мозга разработана для всех животных. В основу положен принцип стернальной пункции по М. И. Аринкину (1927), разработанный им для получения костного мозга у человека. Для получения костного мозга у крупного рогатого скота и овец А. М. Колесов (1933) использовал троакар. После прокола грудины стилет извлекался и костный мозг получали через инъекционную иглу, вставляемую в гильзу троакара. А. В. Васильев (1939) костный мозг у лошади получал с помощью стернального прокола иглой Вира. А. И. Федотов (1941) для получения кост­ного мозга у лошади использовал обычную инъекционную иглу, укрепленную другой иглой большего диаметра. С. А. Хрусталев (1939) и С. И. Ламкин (1940) разработали методику получения костного мозга у коз, С. И. Смирнов (1943)—у свиней, М. С. Шкаева (1943)—у кур и т. д. Все они использовали для получения костного мозга инъекционные иглы, внося в них те или иные конструктивные усовершенствования, придающие игле прочность и предотвра­щающие скольжение по ней пальцев во время прокола.

Стернальная пункция у крупных животных производится в стоячем поло­жении, а у коз, овец и свиней в боковом или спинном положении. При проведе­нии стернальной пункции требуется соответствующая фиксация животных. Пункция производится без анестезии. Шерсть в области грудины выстригается или выбривается безопасной бритвой. Грязная кожа вымывается водой с мылом, а чистая протирается спиртом, а затем смазывается йодной настойкой. Место пункции определяется по гребню грудины и ребрам. Прокол делается кпереди от мечевидного отростка и в сторону от гребня грудины. Первые 3—4 сегмента грудины от мечевидного отростка прокалываются иглой сравнительно легко. Передние сегменты иглой не прокалываются.

Прокол кожи, мышц и надкостницы вызывает незначительную болезнен­ность и беспокойство животного. Костная пластинка грудины прокалывается

с некоторым усилием, а затем, когда игла проникает в губчатую ткань, напря­жение уменьшается, но ощущения полости нет. У мелких животных проникно­вение иглы в губчатую ткань ощущается совершенно ясно. Прокол грудины у молодняка производится очень легко, а у старых животных требует некото­рого усилия.

Когда игла войдет в спонгиозную часть, мандрен из иглы вынимается и с помощью шприца производится насасывание костного мозга. По окончании получения костного мозга, игла вместе со шприцем извлекается и кожа дезин­фицируется настойкой иода. Стернальная пункция должна проводиться строго асептично.

Большинство исследователей, дозировало костный мозг с помощью шприца. С. И. Смирнов предложил для дозирования специальную трубочку, с помощью которой костный мозг набирается в количестве 1 мм³. А. С. Калинин и М. И. Маточкин дозируют костный мозг иглой. В последнем случае костно­мозгового вещества получается меньше, чем у С. И. Смирнова, и мазки полу­чаются более насыщенными клеточными элементами.

Костномозговой пунктат представляет собой густую, вязкую красную жидкость, в которой находится не чистый костный мозг, а его элементы, частично смешанные с форменными элементами циркулирующей крови. Чем меньшее количество получается пунктата, тем меньше бывает примеси цирку­лирующей крови, хотя прямая зависимость получается не во всех случаях. Все зависит от места, из которого получается пунктат.

Для предотвращения свертывания пунктата необходимо иглу и шприц предварительно овлажнить 2,1% раствора лимоннокислого натрия.

Первые 2—3 капли пунктата могут быть использованы для посева на пита­тельные среды. Остальная часть идет для приготовления мазков и подсчета форменных элементов. Мазки из костномозгового пунктата фиксируются и окрашиваются так же, как и мазки циркулирующей крови.

ФИЗИК0ХИМИЧЕСК0Е ИССЛЕД0ВАНИЕ КРОВИ

Удельный вес крови зависит от удельного веса эритроцитов и плазмы. Эритроциты имеют значительно больший удельный вес, чем плазма. Слагаемое из удельного веса эритроцитов и плазмы и образует удельный вес крови.

Удельный вес эритроцитов 1,090—1,105

» » плазмы 1,024—1,031

Удельный вес крови 1,050—1,060

Для определения удельного веса крови используется два метода: пикнометрический и определение с помощью ареометра.

Пикнометрический метод (Ш мальца) является более точным. Для определения удельного веса по этому методу необходимо иметь тонкую стеклянную трубочку с вытянутыми концами, емкостью 2 мл. Ее тща­тельно промывают дистиллированной водой, а затем высушивают спиртом и эфиром и взвешивают на химических весах с точностью до 0,1 мг. Дальше трубочку наполняют дистиллированной водой, обсушивают снаружи и вновь взвешивают при температуре 15°. После этого воду выдувают баллоном, тру­бочку высушивают, наполняют кровью и снова взвешивают. Путем деления веса крови на вес дистиллированной воды получают удельный вес исследуемой крови.

вес крови

вес воды = удельный вес крови.

Метод Гаммершляга. Для определения удельного веса по этому методу необходимо иметь ареометр, стеклянный цилиндр, бензол или толуол удельного веса 0,88 и хлороформ с удельным весом 1,483.

Техника определения. В стеклянный цилиндр наливается смесь бензола с хлороформом в соотношении 50 частей бензола и 20 частей хлороформа. Получается смесь с удельным весом приблизительно в 1,050—1,060. В эту смесь быстро вносится капля крови. Кровь, по возможности, вносится осторож­но, чтобы не было воздушного ободка вокруг капли. При одинаковом удельном весе жидкости и крови капля занимает срединное положение.

Если капля всплывает, то добавляют жидкость низкого удельного веса, а если тонет, то, наоборот,—высокого удельного веса. Как только капля крови принимает срединное положение, удельный вес жидкости определяется при помощи ареометра. Смесь после определения можно профильтровать и хранить для последующих исследований.

Определение удельного веса должно проводиться возможно быстрее, так как при медленной работе удельный вес крови, вследствие процессов диффузии, изменяется.

За неимением бензола Мухин рекомендует пользоваться бензином или керосином. Удельный вес желтого бензина равен 0,757, очищенного—0,750, мутного керосина 0,834 и чистого керосина 0,824. Для приготовления смеси на 20 частей хлороформа нужно брать 30 частей бензина и 40 частей керосина.

Колебания удельного веса крови у здоровых животных зависят от концен­трации в плазме солей, сахара, гемоглобина и, отчасти, белков. Сгущение крови или повышение содержания воды влекут за собой изменение ее удельного веса в ту или другую сторону.

Повышение удельного веса крови связано с потерей воды организмом при поносе, чрезмерном потении, при лихорадках и механической работе. При воспалении почек повышение удельного веса крови может быть за счет задержки плотных составных частей, которые повышают удельный вес.

Понижение удельного веса крови обусловливается избыточным поступле­нием воды в организм. Понижение удельного веса связано чаще всего с ане­миями и гидремическим состоянием при кахексии.

Поддержание удельного веса на определенном уровне зависит от регули­рующих механизмов водного и минерального обмена.

Определение скорости свертывания крови. Способ Фирорда. В капилляр длиной 5 см, с просветом в 1 мм, набирается 1 мл крови, затем через кровь проводится хорошо обезжиренный белый волос длиной 10—15 см. Через каждые 30 секунд волос продвигается на 0,5 см вперед.

Начало свертывания определяется по красноватому окрашиванию волоса сгустками крови. Увеличение свертывания характеризуется усилением интен­сивности окрашивания. Полное свертывание отмечается в момент, когда волос перестает окрашиваться совершенно.

Рис. 75.

Трубочка Шульца для опре­деления скорости сверты­вания крови.

Способ Шульца. Кровь набирается в специальный капилляр с расширениями в виде бус, которые надпиливаются. Кроме капилляра, необхо­димо иметь 12—20 пробирок, наполненных физиологическим раствором. Кровь берут из вены. Капилляр наполняется непосредственно из иглы, введенной в вену. Капилляр обтирается и с приподнятым гладким концом помещается в подставку. Точно отмечается время. Через 2 минуты отламывается первая бусинка и бросается в изотонический раствор, а сосуд сильно встряхивается. Если свертывание не произошло, то кровь, вытекая из бусинки, окрашивает жидкость равномерно в красный цвет. Спустя 2 минуты отламывается вторая бусинка и с ней поступают, как и с первой. С начала появления свертывания крови окраска жидкости становится слабее и появ­ляется небольшой сгусток.

В последующих бусинках сгусток становится все больше и боль­ше и, когда кровь свертывается полностью, физиологический рас­твор остается совершенно бесцветным, а свернувшаяся кровь не вымывается из бусинки.

При свертывании крови большое значение имеет температура, вот почему отламывание бусинок нужно производить не руками, а пинцетом.

Способ Бюркера. В углубление стекла вводится капля крови и по ней через определенные отрезки времени прово­дят стеклянной палочкой. Показателем свертывания крови служит появление нитей фибрина.

Этот метод может быть модифицирован следующим образом. На край предметного стекла после соответствующей обработки и обезжиривания наносится капля крови. Стекло ставится с накло­ном под углом 50°. Капля крови, стекая по стеклу, оставляет след. Через каждые 30 секунд по следу крови проводят острием булавки. Появление нитей фибрина указывает на начало свертывания.

Способ Ситковского — Егорова. Определение свертываемости крови производится в аппарате Ситковского. Кровь набирается в капиллярную трубочку до метки (3 см), затем вносится в пробирку (воздушная баня), которая сообщается при помощи резиновой трубки с баллоном, служащим для изменения воздуш-ного давления и регистрирующим изменения манометром. Верхний конец пробирки закрывается резиновой пробкой, через которую проходит верхний конец капилляра. Пробирка погружается в широ-кий стеклянный сосуд с водой, тоже закрытый пробкой; пробирка входит в него через отверстие в этой пробке. Вода в цилиндре дол-жна иметь температуру тела испытуемого животного.

Баллон сжимается винтом, повороты которого то опускают, то поднимают столбик крови, причем размах колебаний не превышает 1 см. Пока нет свертыва­ния крови, капилляр остается чистым. Первые свертки на стенках капилляра отмечаются как начало процесса свертывания. Постепенно сила сцепления увеличивается, столбик движется все медленнее, наконец, останавливается совершенно. Исследование заканчивается, когда столбик не сдвигается при давлении воздуха в 60 мм ртутного столба, и этот момент отмечают как конец свертывания.

Скорость свертывания крови, выпущенной из кровеносного сосуда, зависит от ряда факторов, которые приходится учитывать при определении. К таким факторам относятся: температура окружающей среды, способ полу­чения крови, соприкосновение крови с краями раны и др. Последнее повышает скорость свертывания крови вследствие влияния на нее окружающих тканей.

Для клинических целей определение свертываемости крови производится при температуре 15—25°. Определение свертываемости крови различными методами дает неодинаковые показания. Необходимо пользоваться какой-то одной методикой, с указанием в протоколах метода исследования.

Наибольшей быстротой свертываемости отличается кровь птиц, собак и овец. Медленнее, чем у других животных, идет свертывание крови у лошади. Приводимые ниже цифры дают представление о свертываемости крови в стеклян­ном сосуде при комнатной температуре у различных животных (Марек).

Птицы 1.5—2 минуты

Овны и собаки .... 4—8 минут

Крупный рогатый скот 8—10 минут

Свиньи 10—15 »

Лошади 15—30 »

Определение скорости свертывания крови на предметном стекле у здоровых животных (Мухин) дает следующие показатели. У лошади свертывание насту­пает в течение 8—10 минут, у крупного рогатого скота—5—6 минут и у собак—10 минут.

Резко выраженное замедление свертываемости крови у животных отме­чается при кровепятнистой болезни, болезнях из группы геморрагического

Рис. 76. Аппарат Ситковского—Егорова.

Рис. 77. Вискози­метр Детермана.

диатеза, анемиях различного происхождения, нефритах и т. д. Быстрое свертывание крови на­блюдается при гемоглобинемии и крупозном воспалении легких. Вязкость крови. Под вяз­костью понимают внутреннее трение жидкости, которое отра­жается на скорости прохожде­ния ее по капиллярной труб­ке, при определенной темпера­туре и определенном давлении. В основе определения вязкости лежит закон, по которому ско­рость течения обратно пропор­циональна вязкости жидкости.

Вязкость крови зависит от газового состава (С0₂) крови, количества гемоглобина, количе­ства и, особенно, объема эрит­роцитов, а также от вязкости кровяной плазмы и колебания количества белых кровяных те­лец. Количество объемистых миэ-лоидных клеток повышает вяз­кость крови. Вязкость крови определяется методом Детермана или Гесса, для чего необходимо иметь вискози­метры авторов.

Метод Детермана. В стеклянную муфту аппарата наливается теплая вода (20°). В капилляр, на котором написано «вода», до метки 0 насасы­вается дистиллированная вода, а в другой капилляр с отметкой «кровь», до той же метки, набирается испытуемая цельная кровь или сыворотка.

Зарядив капилляры, вискозиметр сейчас же ставят в вертикальное положе­ние, и в тот момент, когда кровь стечет до единицы, аппарат снова переводят в горизонтальное положение. Вязкость крови определяется по разнице и быстро­те прохождения по капиллярным трубкам крови и дистиллированной воды, вязкость которой условно принимается за единицу. Если кровь опустилась до единицы, а вода до 4,5 деления, то это значит, что вязкость крови в 4,5 раза больше вязкости воды.

Во избежание свертывания крови в капилляре, определение вязкости должно проводиться возможно быстрее.

Метод Гесса.В вискозиметре Гесса исследование проводится в том же порядке, но аппарат отличается от аппарата Детермана.

В вискозиметре Гесса кровь и вода насасываются через совершенно одина­ковые, очень тонкие капилляры К₂ и K_v Более широкие капилляры М_г и М₂ служат для измерения объема воды и крови, прошедших через капилляры К₂ и К_г и указывают объемы в единицах для данного прибора. Капилляр М_г имеет деления от 0 до 8 с подразделением на десятые, капилляр М₂—только О, -f, -J и 1. Капилляр Уявляется продолжением капилляров М_г и K_lt а капилляр И представляет отдельную трубку, которая присоединяется к К₂, удерживаясь пружиной. Баллон со стеклянной частью, имеющей отверстие, играет роль клапана. В системе, соединяющей баллон с системой капилляров, имеется кран Р, позволяющий включить и выключить обе системы капилляров.

Рис. 78. Вискозиметр Гесса.

Техника исследования. К свободному краю капилляра У подносится пипетка с дистиллированной водой и насасывая баллон при откры­том кране Р, разобщают систему капилляров. Затем приводят трубку Н в сопри­косновение с каплей крови, котора5 вследствие капиллярности быстро за полняет ее просвет. Придав трубке вер тикальное положение, чтобы кровь зг полнила воронкообразное ее расшире ние, надевают ее на капилляр К₂- Уста новив таким образом трубку Я, рабе тают баллоном, продвигая кровь чере капилляр /С₂До метки 0 капилляра М₂.

Зарядив аппарат, открывают кран Р, благодаря чему приводят обе капил­лярные системы в соединение и присасывают при помощи баллона одновременно обе жидкости. Как только кровь дойдет до метки 1 капилляра М₂, а при высокой вязкости до ^г1₂ и даже */₄, приостанавливают насасывание, закрывая кран Р, и устанавливают деление, на котором остановилась вода.

Деление, до которого дошел столбик воды, указывает вязкость крови. Если кровь доведена только до половины или четверти, то показания шкалы М₁ нужно умножить на 2 или 4. По окончании определения кровь, во избе­жание свертывания, сейчас же удаляют из капилляра. Для этого при зак­рытом капилляре Р кровь вытесняют баллоном на пропускную бумагу, а затем капилляры К₂ и М₂ наполняют концентрированным раствором аммиака.

Вязкость крови и сыворотки здоровых животных колеблется в следую­щих пределах:

Вид животного	Среднее	Минимальное	Максимальное	Фамилия автора
Вязкость крови: Крупный рогатый скот Овцы Козы Верблюды Лошади Свиньи Собаки Кошки Кролики Куры Вязкость сыворотки: Крупный рогатый скот Овцы Верблюды Лошади Свиньи Кролики	4,8 5,2 5,5 4,7 4,6 4,5 4,6 4,5 4,0 5,0 1,65 1,80 1,65 1,88 1,64 1,41	4,6 4,4 5,0 4,3 3,4 4,0 3,8 4,0 3,5 4,5 1,40 1,61 1,55 1,72 1,60 1,35	5,2 6,0 6,0 5,3 7,2 5,0 5,5 5,0 4,5 5,5 2,00 2,15 1,85 2,04 1,69 1,49	Д. Соколов Л. Лебедев B. Чагин Н. Семушкин C. Хрусталев и В. Сидоров С. Смирнов Ф. Михайлов Баранов A. Васильев B. Зайцев

Повышение вязкости крови отмечается при лихорадочных страданиях, таких, как плеврит, воспаление легких, перитонит. При заболевании сердца в период декомпенсации, вязкость также повышается. Понижение вязкости обнаруживается при первичных и вторичных анемиях, а также при резко выраженной кахексии.

Рис. 79. Ретрак­ция кровяного сгустка:

I— норма, II—тром-бопения.

Ретракция кровяного сгустка. Под ретракцией понимается самопроизволь­ное отделение сыворотки от кровяного сгустка при отстаивании. Исследование производится в уленгутовских пробирках. Кровь набирают в сухую и обез­жиренную спиртом и эфиром пробирку и отстаивают при комнатной темпера­туре (15—18°) в течение суток. Отметив начало и конец ретракции, через сутки вся отделившаяся сыворотка отса­сывается и затем определяется отношение сыворотки к общему объему взятой крови.

При исследовании необходимо придерживаться единой методики, так как результат во многом зависит от диамет­ра пробирки, положения ее и свойства самой стенки. Сте­пень ретракции зависит также от рода животного. У лошади частичная ретракция кровяного сгустка наступает через 1—3 часа, а полное отделение сгустка—через 12—18 часов. У крупного рогатого скота ретракция протекает очень сла­бо и нередко отсутствует совсем. У других животных ретрак­ция почти не изучена. Индекс ретракции у здоровых лоша­дей в среднем равняется 0,5 (0,3—0,7).

Ослабление ретракции связывают с уменьшением тром­боцитов и изменением концентрации солей. Уменьшение ретракции с индексом 0,3,0,2 и 0,1 отмечается при многих лихорадочных процессах. Полное отсутствие ретракции отмечается при экссудативном плеврите, контагиозной пневмонии, кровепятнистой болезни лошадей. Особенна большое значение имеет изменение ретракции при стахиботриотоксикозе. Первым изменением со стороны крови бывает постепенно усиливающееся паде­ние ретракции. Полная потеря способности кровяного сгустка отделять сыво­ротку называется ирретрактильностью. Другие изменения—тромбопения, лейкопения и изменение лейкоцитарной формулы присоединяются несколь­ко позднее.

Кишечная форма стахиботриотоксикоза, протекающая в форме легкого катара, может незаметно перейти в септическую, нередко заканчивающуюся смертью животного. Резкое падение ретракции и особенно ирретрактильность кровяного сгустка при этой форме заболевания указывает на переход заболе­вания из одной формы в другую, в септическое страдание. Своевременное изъя­тие корма, пораженного грибками, может восстановить здоровье животного и избавить хозяйство от значительных потерь.

Реакция оседания эритроцитов (РОЭ). Несмотря на простоту методики реакция оседания эротроцитов представляет сложное явление.

Казалось бы, что оседание эритроцитов легче всего объяснить разницей в удельном весе эритроцитов и жидкой части крови. Средний удельный вес эритроцитов 1,100, а плазмы 1,030. Но это объяснение совершенно недоста­точно. Эритроциты лошади оседают то быстро, то медленно, хотя различие в удельном весе остается прежним. Кровь крупного рогатого скота оседает медленно, хотя разница в удельном весе есть и в крови рогатого скота. Если удельный вес и имеет некоторое значение в оседании эритроцитов, то имеются и другие факторы, которые оказывают влияние на оседание.

Все эритроциты имеют одинаковый электрический заряд, вследствие чего происходит отталкивание их друг от друга. Если заряд эритроцитов уменьшить или снять, например добавкой ОН-ионов в форме аммиака, то электростати­ческая сила взаимного отталкивания исчезнет. Соответственно с этим увели­чивается и способность эритроцитов к оседанию.

К силам, способствующим оседанию эритроцитов, принадлежит также адсорбция на поверхности эритроцитов: альбуминов и глобулинов. Эритро­циты в этом случае становятся тяжелее и поэтому быстрее оседают. В значи­тельной степени оседание эритроцитов зависит от соотношения альбуминов и глобулинов.

Грубодисперсные (высокомолекулярные) глобулины ускоряют реакцию оседания эритроцитов. В плазме лошади имеется большое количество глобу­линов, а в плазме рогатого скота больше альбуминов. У лошади РОЭ протекает быстро, в то время как у крупного рогатого скота в тех же условиях почти не происходит.

На скорость оседания эритроцитов оказывает влияние беременность. При беременности увеличивается количество глобулинов и вследствие этого РОЭ ускоряется. При инфекционных заболеваниях на скорость оседания эри­троцитов оказывают влияние глобулиновые иммунные тела.

Известное значение имеет количество содержащегося в плазме фибрино­гена, который, оседая на эритроцитах, образует вязкий гель. Эритроциты, соприкасаясь поверхностями, склеиваются в кучки, агглютинируются и падают на дно. С увеличением фибриногена скорость РОЭ соответственно увеличи­вается.

Пирогов и Мухин основным фактором, определяющим быстроту оседания эритроцитов, считают количество красных кровяных телец. При уменьшении их оседание ускоряется, а при увеличении, напротив, замедляется.

Кроме того, на РОЭ оказывает влияние щелочной резерв крови, липоидно-холестериновый коэффициент и содержание различных солей. Уменьшение щелочного резерва замедляет ход РОЭ, повышение, напротив, ускоряет его. Соли кальция и бария действуют ускоряющим образом, а соли калия и натрия задерживают оседание. Холестерин, при увеличении его в крови, ускоряет РОЭ, а лецитин, напротив, замедляет.

Несмотря на выраженное влияние одного какого-нибудь фактора, конечный результат оседания зависит от влияния всех факторов, вместе взятых. Этим и можно объяснить то, что РОЭ дает одни и те же изменения при совершенно различных процессах. При учете результатов необходимо учесть, кроме того, и внешние факторы, такие, как температура, концентрация раствора, чистота посуды и положение аппарата при определении РОЭ.

Из многочисленных методов, предложенных для определения РОЭ (Пан-ченко, Балаховский, Вестергрен и Неводов и др.), наибольшее распростране­ние в ветеринарной практике получил метод Неводова и Вестергрена.

Метод Неводова. Для постановки РОЭ необходимо иметь эритро-сидиометр Неводова, представляющий собой градуированную пробирку объе­мом 10 мл, шириной 9 мм и высотой 17 см, с резиновой пробкой. В нее предва­рительно насыпают 0,03 порошка щавелевокислого натрия, а затем из яремной вены берется кровь до метки 0.

После^взятия крови пробирка закрывается резиновой пробкой и 10—15 раз поворачивается для перемешивания крови и оксалата натрия. Кровь смешивается осторожно, чтобы избежать появление пузырей.

Пробирка ставится вертикально в штатив и через каждые 15 минут в тече­ние часа отмечается уровень оседания эритроцитов.

Средняя скорость оседания эритроцитов определяется за час, делением суммы четырех измерений (15, 30, 45, 60 минут) на число измерений. Средняя скорость у здоровой лошади составляет 43 (38—48).

Метод Вестергрена. РОЭ ставится в аппарате Вестергрена, выпускаемом Госмедснабом с небольшими изменениями против оригинала.

Аппарат состоит из деревянной рамы и четырех градуированных пипеток, одним концом вдавленных в каучук подставки, а другим прочно зафиксирован­ным специальными клеммами на верхней раме. Длина каждой пипетки 30 см и ширина 2,5 мм. На боковой стороне каждой пипетки нанесены деления от 0 до 200 (иногда наоборот).

В небольшой цилиндр предварительно наливают 1 мл 3,8%-ного водного раствора лимоннокислого натрия. В раствор добавляют 4 мл крови, взятой из яремной вены. Кровь в цитрате тщательно перемешивают (избегать вспенива­ния) встряхиванием или стеклянной палочкой. Перемешанную с раствором кровь набирают в пипетку Вестергрена до метки 0 и, обтерев пипетку, устанав­ливают ее в подставку, прочно фиксируя между клеммой и основанием подставки.

Аппарат заряжается при горизонтальном положении пипетки, с целью из­бежать преждевременного оседания эритроцитов. Заряженный аппарат быстро переводится в вертикальное положение и сейчас же приступают к наблюдению

Рис. 80. Аппараты для определения РОЭ. Панченкова (а) и Вестергрена (б).

за оседанием, засекая время. Учет РОЭ ведется через каждые 5 минут в течение первого часа и через 10 минут в течение вто­рого часа. Спустя 2 часа, когда оседание почти закончено, аппа­рат переносят в покойное место и оставляют на 24 часа в тече­ние которых оседание заканчи­вается полностью. Столбик крови постепенно разделяется на две части: верхний—плазма и ниж­ний—эритроциты.

Недостатком метода Вестер­грена является то, что он требует постоянного наблюдения в тече­ние 2 часов. Практически удоб­нее регистрировать через 15, 30, 45, 60 минут, через 2 часа и последний через 24 часа. Метод Панченкова. Этод метод в ветеринарной практике исполь­зуется при исследовании мелких животных, т. к. требует меньшего количества крови. У птиц, например, кровь для этого метода можно получить уколом в мякоть гребня или сережек.

Аппарат Панченкова имеет такое же устройство, как и аппарат Вестергре­на и отличается от него тем, что пипетки имеют меньшую емкость и градуиро­ваны только на сто делений. На капилляре имеется две метки: метка К (кровь) на высоте нулевой точки и метка Р (реактив)—на точке соответствую­щей 50 мм.

Вначале в капилляр набирается 0,25 мм заготовленного заранее 5% рас­твора лимоннокислого натрия и затем выдувается в маленькую фарфоровую чашечку или на часовое стекло. После этого до метки 100 капилляра набирается кровь. Кровь затем выдувается в цитрат и осторожно перемешивается пипет­кой. Цитратная кровь набирается в пипетку до метки К и устанавливается в штатив.

Если крови достаточное количество, можно раствора брать до метки 50 мм и крови 2 раза по полному капилляру. Соотношение, как и в первом случае, получится то же самое—4 : 1.

Учет реакции производится через 1 час и через 24 часа. РОЭ ставится или сразу после взятия крови или не позднее чем через 2 часа. По данным Мухина, через три часа после взятия получаются значитель­ные индивидуальные колебания РОЭ как в сторону ускорения, так и замед­ления.

У животных РОЭ протекает неодинаково. У крупного рогатого скота и собак РОЭ идет медленно, причем основная масса эритроцитов оседает в про­межуток между 2 и 24 часами. У цельнокопытных оседание эритроцитов, напро­тив заканчивается в основном в течение первого часа и только 5—8% приходится на остальные 23 часа. Основная масса эритроцитов оседает в промежуток между 15 и 45 минутами.

Наглядное представление о разнице в протекании РОЭ у животных дает следующая таблица:

	115 мин.	330 мин.	445 мин.	660 мин.	Фамилия автора
Крупный рогатый скот Овцы Козы Олени Лошади Свиньи Собаки Кошки Кролики Куры	0,1 0,2 0,0 0,7 38,0 3,0 0,2 0,1 0,0 2,0	0,25 0,4 0,02 3,25 49,0 8,0 0,9 0,7 0,3 10,0	0,4 0,6 0,6 4,9 60,0 0,0 1,7 1,8 0,9 7,0	0,58 0,8 1,0 6,2 64,0 0,0 2,5 3,0 1,5 5,0	Д. Соколов Л. Лебедев B. Чагин A. Неводов C. Хрусталев и B. Сидоров C. Смирнов Ф. Михайлов Баранов A. Васильев B. Зайцев

У молодых животных РОЭ несколько более ускорено, чем у взрослых животных.

При патологических процессах РОЭ может быть ускорена и замедлена. Чаще приходится наблюдать ускорение РОЭ и реже замедление. Отражая изменение физико-химических свойств крови, РОЭ имеет большое практиче­ское значение.

Ускорение РОЭ отмечается при многих лихорадочных и инфекционных заболеваниях. Особенно значительное оседание эритроцитов отмечается при инфекционной анемии лошадей и кровепятнистой болезни. В ряде случаев при этих заболеваниях оседание полностью заканчивается в течение первых 15—30 минут. Резкое ускорение РОЭ при массовом обследовании лошадей дает возможность выделять подозрительных по заболеванию.

С улучшением процесса РОЭ изменяется в сторону замедления, однако только при полном выздоровлении РОЭ возвращается к нормальным показа­телям.

Замедление РОЭ отмечается при механических илеусах и при энцефало-миэлите лошадей. При этих заболеваниях РОЭ по своему характеру такая же, как у крупного рогатого скота. Менее значительное замедление можно встре­тить при заболеваниях, связанных с желтухами и сгущением крови.

Для оценки скорости оседания эритроцитов Неводов рекомендует пользо­ваться следующим критерием. Отклонение на 13—24% (17—33 деления) рас­ценивается, как незначительное замедление; отклонение на 25—50% (32—20) указывает на замедление средней силы, а на 55% и больше (ниже 20)—резкое замедление.

54—66 делений указывает на ускорение средней степени, а 67 и выше— резкое ускорение.

РОЭ, кроме диагностических целей, пытаются использовать для опреде­ления утомляемости лошадей, ее пригодности к определенной работе. Критери­ем является замедление РОЭ. Сравнение показателей производится до работы и после работы. У малонатренированных лошадей после работы отмечается зна­чительное замедление РОЭ. Если животное постепенно втягивается в работу, то и показатели постепенно меняются и приближаются к средним показателям здоровой лошади.

Возможность определения количества эритроцитов в 1 мм³ по показа­телям РОЭ, а также установления волюметрического индекса и индекса осе­дания повышают клиническое значение этого метода.

В пробирке Неводова количество эритроцитов указывается на той же шкале, на которой показаны цифры оседания эритроцитов. В пипетках Вестергрена

цифра на уровне столба эритроцитов после 24-часового стояния крови умножается на коэффициент 0,21, в результате чего получают цифру, показывающую количество эритроцитов в 1 мм³. Следует, однако, отметить, что эти методы могут быть использованы только как ориентировочные. Более точные показатели получаются при подсчете в счетных камерах.

Волюметрический индекс представляет собой отношение столба эритро­цитов к общей массе крови. Его определяют делением высоты столба эритро­цитов после 24-часового стояния на 100. У здоровых лошадей волюметриче­ский индекс равняется 1:2, 1:3. При анемиях отношения делаются значительно шире.

Индекс оседания определяется делением показателя столба плазмы после 15-минутного оседания на показатель высоты конечного столба после 24-часо­вого оседания. У здоровых животных индекс оседания не превышает 0,5, при анемиях он увеличивается до 0,8—0,9.

Осмотическая резистентность эритроцитов. Плазма крови содержит такую концентрацию минеральных солей, что силы осмотического давления плазмы и внутреннее осмотическое давление в эритроцитах взаимно уравновешены. Растворы, имеющие осмотическое давление, равное внутреннему осмотичес­кому давлению эритроцитов, называются изотоническими. В таких растворах эритроциты сохраняют свою форму и величину.

В гипертонических растворах эритроциты отдают свою воду и сморщива­ются, принимая форму тутовой ягоды. В гипотонических растворах происходит обратное явление. Эритроциты набухают вследствие поступления воды в клетку и увеличиваются в объеме. Гемоглобин набухших эритроцитов выщела­чивается, и клетка в конечном итоге распадается.

В изотонических растворах подобных изменений не происходит, так как здесь нет условий для интенсивных осмотических явлений.

Изотонической средой для эритроцитов животных является 0,85—0,9%-ный раствор поваренной соли, а также 3%-ный раствор NaSO₄*10H₂O.

Гипо-и гипертонические растворы оказывают различное влияние на эрит­роциты в зависимости от концентрации. Растворы, близкие по концентрации к изотоническим, сохраняют основную массу эритроцитов и действуют отри­цательно только на отдельные малоустойчивые клетки, вызывая частичный гемолиз. Чем меньше концентрация раствора, тем большее количество эритро­цитов подвергается разрушению. В растворах низкой концентрации наступает полный гемолиз, и жидкость окрашивается в вишнево-красный цвет.

Начальная стадия гемолиза наименее стойких эритроцитов характери­зуется слабым розоватым окрашиванием жидкости с наличием большого осадка сохранившихся эритроцитов. Концентрация гипотонического раствора, обус­ловливающего начальную стадию гемолиза, обозначается как показатель мини­мальной резистентности эритроцитов. Концентрация, обусловливающая появле­ние полного гемолиза с вишнево-красным окрашиванием прозрачной жидкости и отсутствием осадка, определяет максимальную резистентность. Амплитуде между минимальной и максимальной резистентностью эритроцитов принято называть шириной резистентности.

Наглядное представление о резистентности эритроцитов в растворах раз­личной концентрации дает следующая таблица (по В. П. Петропавловскому), (см. табл. на стр. 413).

Принято считать, что молодые эритроциты малоустойчивы осмотически и сильно устойчивы к гемолитическим ядам. Старые, напротив, устойчивы осмотически и малоустойчивы к гемолитическим ядам (Шустров). Следователь­но, определение максимальной и минимальной устойчивости эритроцитов поз­воляет клиницисту делать выводы о процессах регенерации крови. Чем больше в крови будет находиться молодых эритроцитов, т. е. чем энергичнее функцио­нируют кроветворные органы, тем ближе к изотонии сдвинется граница мини­мальной резистентности; наоборот, недостаточная работа кроветворных орга­нов вызовет постарение крови и отклонение резистентности в сторону убываю-

(По В. П. Петропавловскому)

Концентрация раствора (в %)	Окраска раствора после центрифуги­рования	Осадок эритроцитов	Заключение	Границы резистентности
0,9	Бесцветный	Большой	Гемолиза нет
0,8	»	»	» »
0,7	»	»	» »
0,6	Слабо окрашен	Есть	Частичный гемо­лиз	Минимальная ре­зистентность
0,5	Окрашен	»	Все более увели­чив, гемолиз
0,4	»	Незначительный	То же
0,3	Интенсивно окрашен	Отсутствует	Полный гемолиз	Максимальная резистентность
0,2	То же	»	То же