2.5. Проведение анаэробного сбраживания отходов

Сбраживанию подвергали смеси отходов объемом 800 мл, помещенные в однолитровые пластиковые бутыли (рис. 2.1 Б). В крышке делалось отверстие, в которое устанавливалась трубочка (D=0,5см). Крышка герметично закрывалась и смазывалась герметикам, чтобы избежать потерь образуемого газа и предотвратить доступ кислорода. Другой конец трубочки погружался в цилиндр с мерной линейкой объемом 150 мл, наполненный водой (рис. 2.1., Б). Для предотвращения процесса растворения углекислого газа, входящего в состав биогаза, воду подсаливали – 10г NaCl/л.

Бутыли инкубировали в водяных банях LT-8 при температуре 55,5⁰С. Каждые 12 часов бутыли перемешивали в течение 30 сек.

Объем газа измеряли раз в день в зависимости от интенсивности процесса газообразования. При этом удостоверялись в исправности и герметичности оборудования.

2 варианта смесей (ОСВ и ОСВ+ отсев ТБО) сбраживали в биореакторах объемом 10л с постоянным перемешиванием при 55,5⁰С (рис. 2.1 А). Объем отходящего газа в данном случае фиксировали с помощью газометр MGC - 1 V3.0. Состав выделившегося биогаза определяется с помощью газоанализатора  GEOTECH-GA 2000.

Сбраживание проводили в течение 14 дней.

А Б

Рис. 2.1. Установки для анаэробного сбраживания: А- Реактор с постоянным перемешиванием, Б- реакторы без постоянного перемешивания (в водяной бане).

Опыты проводились в 2-х повторностях.

2.6 Определение фитотоксичности

Определение фитотоксичности было основано на методике оценки влияние водных экстрактов на интенсивность прорастания семян Raphanus sativus (редис сорт «Красный круглый с белым кончиком») (Теория и методы экологического нормирования, 2006).

Посуда и материалы:

-Чашки Петри диаметром 10 см;

-Диски фильтровальной бумаги диаметром 9 см – по одному на каждую чашку Петри;

Вся посуда стерилизуется в автоклаве при 1 атм в течение 20 мин.

Процедура биотестирования:

15 штук семян редиса укладывали равномерно на фильтровальную бумагу в чашку Петри. Предварительно в чашки Петри раскладывали диски фильтровальной бумаги и наливали по 5 мл исследуемых вытяжек. В качестве контроля используется водопроводная вода. Уровень жидкости в чашках должен быть ниже поверхности семян. Чашки покрывали и помещали в термостат при температуре 20⁰С.

Через 72 часа измеряли длину корней проростков. У непроросших семян длину корней принимали равной нулю.

Уровень фитотоксичности (Т, %): рассчитывается по следующей формуле

Т=100.

где контр - среднее арифметическое длины проростков в контроле;

оп - среднее арифметическое длины проростков в опыте.

2.7 Биотестирование с использованием Paramecium caudatum

Методика основана на определении смертности парамеций (Paramecium caudatum) при воздействии токсических веществ, присутствующих в исследуемой пробе, по сравнению с контролем (ФР.1.39.2003.00923, Учебное пособие по общему курсу “Экологический мониторинг”, 2007).

Острое токсическое действие исследуемой пробы на парамециях определяется по их смертности (летальности) за определенный период экспозиции. Критерием острой токсичности является гибель или обездвиживание в тестируемой воде 50% и более особей в течение 1 ч по сравнению с контролем.

При определении острой токсичности устанавливают:

-среднюю летальную концентрацию отдельных веществ (кратность разбавления пробы), вызывающую гибель 50% тест-объектов за 1 часовую экспозицию.

-безвредную (не вызывающую эффекта острой токсичности) концентрацию отдельных веществ (кратность разбавления пробы), вызывающую гибель не более 10% за 1 часовую экспозицию.

Процедура биотестирования:

Для биотестирования используют микроаквариумы с лунками, ко­торые помещают на предметный столик микроскопа МБС-9, МБС-10. Одну из лунок заполняют культурой инфузорий с помощью капилляр­ной пипетки. В свободные лунки капиллярной пипеткой рассаживают по 10 особей в каждую лунку, при посадке тест-объекта количество культуральной жидкости в лунке не должно превышать 0,02 мл. Три лунки используют в качестве контрольных. После посадки инфузорий в каждую лунку наливают по 0,3 мл культивационной воды (кон­троль) и тестируемой пробы в соответствующих концентрациях.

Для разбавления используют водопроводную дехлорированную во­ду.

После посадки инфузорий микроаквариум помещают в чашку Пет­ри, на дно которой кладут фильтровальную бумагу, смоченную во­дой, чтобы не испарялось содержимое лунок, и выдерживают в тече­ние 1 часа при температуре 22-24°С. По истечении этого времени под микроскопом подсчитывают количество выживших особей. Выжив­шими считаются инфузории, которые свободно перемещаются в толще воды, обездвиженных особей относят к погибшим. Результаты заносят в таблицу.

Время от начала опыта — 1 ч.

Смертность инфузорий в процентах к контролю (А) рассчитывается по формуле:

A =x_к-х/x_к· 100%,

где х_к — среднее арифметическое число особей инфузорий выживших в контроле;

x — среднее арифметическое число инфузорий, выживших в опыте.

Результаты наносятся на график.

Из графика находят ЛК₅₀ — концентрацию вещества, вызы­вающую гибель 50% инфузорий.

А≤10%,тестируемая проба не оказывает острое токсическое действие (безвредное разбавление).

А≥50%, тестируемая проба оказывает острое токсическое действие (средне-летальная кратность разбавления).