Экспрессия генов Патрушев

481

транскрипцию.

Регуляция NER. Для клеток животных не характерен так называемый SOS-ответ, свойственный клеткам E. coli и представляющий собой суммарную реакцию бактериальной клетки на повреждение ДНК различными агентами, что проявляется, в частности, в усилении транскрипции генов NER. Точно так же посттрансляционные модификации белков репарации, происходящие в ответ на повреждение ДНК, не влияют на активность эксцинуклеазы человека. Было обнаружено, что повреждения ДНК стабилизируют белок р53 – белок-супрессор опухолевого роста, который является регулятором транскрипции. Имеются данные о том, что белок р53 может взаимодействовать с белками XPB и RPA, необходимыми для NER. Однако клетки с инактивированными генами р53 (p53(- /-)), как и клетки дикого типа, эффективно удаляют из поврежденной ДНК два основных фотопродукта, возникающих под действием УФ-света, и обладают такой же устойчивостью к УФ. Поэтому в настоящее время считается, что белок р53 не оказывает прямого влияния на NER. Белки Cdk7 и циклин H, которые образуют Cdk-активирующую киназу, входят в состав комплекса TFIIH, что позволяет предполагать наличие связи репарации ДНК с фазами клеточного цикла.

5.2.3. Гомологичная рекомбинация в репарации ДНК

Давно известно, что быстро делящиеся бактериальные клетки, содержащие несколько репликонов, образованных недореплицированными хромосомами (см. введение к разделу 4.2), более устойчивы к действию ионизирующей радиации, которая индуцирует двухцепочечные разрывы ДНК, чем клетки с небольшим числом репликонов, находящиеся в стационарной фазе. Гаплоидные клетки дрожжей в фазе G1 перед началом синтеза ДНК чрезвычайно чувствительны к действию ионизирующей радиации, тогда как те же клетки в фазе G2 перед митозом так же устойчивы к ионизирующему излучению, как и диплоидные клетки. Эти факты указывают на то, что для эффективного исправления повреждений, вызываемых ионизирующей радиацией, необходимо одновременное присутствие в клетке двух гомологичных молекул ДНК.

482

Рис. I.60. Схема репарации двухцепочечных разрывов ДНК с участием гомологичной рекомбинации

Обозначены продукты генов E. coli и S. cerevisiae, необходимые для прохождения соответствующих этапов репарации повреждений ДНК. Разделены пресинаптическая (а), синаптическая (б) и постсинаптическая (в) фазы репарации

483

Существует несколько моделей, объясняющих механизм репарации повреждений ДНК с участием системы гомологичной рекомбинации. Схема одного из таких механизмов репарации двухцепочечных разрывов ДНК у E. coli изображена на рис. I.60. В соответствии с этой моделью процесс репарации условно разделяют на три этапа. В первой, пресинаптической, фазе репарации происходит внесение двухцепочечного разрыва в ДНК или, при его наличии, сразу осуществляется нуклеазное расщепление концов разрыва. В создании одноцепочечных 3’-OH-выступающих концов ДНК в месте разрыва принимает участие белок RecBCD, который обладает как хеликазной, так и экзонуклеазной активностями. RecBCD расплетает двухцепочечную молекулу ДНК в месте разрыва и гидролизует одну из цепей в направлении 5’→3’, оставляя выступающий одноцепочечный участок. Во второй фазе наблюдается синапсис гомологичных участков двух молекул ДНК с вхождением комплементарного одноцепочечного участка в ДНК-дуплекс и последующим репаративным синтезом ДНК. Поиск гомологичных участков и обмен цепями, необходимые для рекомбинации, происходят с участием белка RecA. В третьей, постсинаптической, фазе репарации образовавшиеся структуры Холидея разделяются с помощью белков RuvA, -B и -C, RecG, а также белков SOSсистемы репарации (RecN, UvrD, RecF и RecJ). Похожие механизмы используются клетками для рекомбинационной репарации одноцепочечных брешей, остающихся в молекулах ДНК из-за блокировки репликативного синтеза ДНК модифицированными нуклеотидами.

Многие продукты генов E. coli и дрожжей, участвующие в рекомбинационной репарации повреждений ДНК, имеют гомологи у животных и человека. Отличительной особенностью эукариотической рекомбинации и репарации является вхождение соответствующих белков в многочисленные белковые комплексы, в частности транскриптосомы и реплисомы, что указывает на их важную роль в матричном биосинтезе нуклеиновых кислот эукариотических клеток.

5.2.4. Репарация ошибочно спаренных нуклеотидов

Система, осуществляющая репарацию ошибочно спаренных нуклеотидов (mismatch repair), выполняет в клетке несколько важных функций. Прежде всего

484

она исправляет ошибки репликации ДНК, меняя ошибочно включенные нуклеотиды. Кроме того, при участии этой системы происходит процессинг промежуточных продуктов рекомбинации, приводящий к образованию новых сочетаний генетических маркеров. Ферменты данной системы обеспечивают рекомбинацию между дивергировавшими последовательностями гомологичных ДНК, а также задержку клеточного цикла в ответ на повреждения ДНК. Система репарации ошибочно спаренных нуклеотидов у E. coli, использующая белки MutHLS, распознает и репарирует все некомплементарные пары оснований за исключением C–C. Кроме того, эта система репарирует небольшие вставки в одну из цепей ДНК, образующиеся в результате ошибок репликации, длина которых не превышает четырех нуклеотидов.

Обычно у E. coli ДНК метилирована Dam-метилазой по сайтам GATC. Однако после завершения репликации дочерняя цепь ДНК некоторое время остается неметилированной. Система MutHLS избирательно репарирует дочернюю цепь ДНК, тем самым значительно повышая точность репликации. Эта система может быть реконструирована in vitro с использованием ДНК с одной метилированной цепью в качестве субстрата, к которой добавляются очищенные белки MutH, MutL, MutS, UvrD (хеликаза II), холофермент ДНКполимеразы III, ДНК-лигаза, белок SSB, а также одна из экзонуклеаз: ExoI, ExoVII или RecJ. Процесс репарации инициируется внесением одноцепочечного разрыва в неметилированную цепь вблизи частично метилированного сайта GATC с последующим гидролизом цепи ДНК и заполнением образующейся одноцепочечной бреши. При этом белок MutS связывается с ошибочно спаренными нуклеотидами. У белка MutL не обнаружено ферментативной активности, хотя он взаимодействует с MutS и необходим для активации MutH – эндонуклеазы, осуществляющей одноцепочечный разрыв ДНК. Таким образом, комплекс MutS–MutL, собранный на участке ДНК с ошибочно спаренным нуклеотидом, стимулирует эндонуклеазную (никазную) активность MutH. Бесклеточная система не требует присутствия MutH при наличии в ДНКсубстрате одноцепочечного разрыва. MutHLS-система репарации может использовать частично метилированные последовательности GATC, расположенные выше и ниже поврежденного участка ДНК. При этом в вырезании ошибочно включенного нуклеотида помимо хеликазы II принимает участие одна из экзонуклеаз: ExoI (3’-экзо), ExoVII (3’- и 5’-экзо) или RecJ (5’-

485

экзо) в зависимости от расположения GATC-сайта по отношению к корректируемому нуклеотиду. Вслед за вырезанием нуклеотида образовавшаяся одноцепочечная брешь заполняется холоферментом ДНКполимеразы III в присутствии SSB-белка и ДНК-лигазы.

Следует подчеркнуть, что использование белка MutH и Dam-метилазы для распознавания дочерней цепи реплицировавшейся ДНК является уникальным свойством грамотрицательных бактерий. У грамположительных бактерий не происходит метилирование цепей ДНК в целях маркировки. Если сайты GATC полностью метилированы, MutHLS-система репарации E. coli изменяет ошибочно спаренные нуклеотиды в обеих цепях ДНК с одинаковой эффективностью.

У E. coli существуют, по крайней мере, еще два специфических пути репарации ошибочно спаренных нуклеотидов. Система VSP (very short patch repair pathway) репарирует некомплементарные пары G–T, заменяя их на G–C. Считается, что такие пары образуются в результате дезаминирования 5- метилцитозина в сайтах, где остатки С метилированы Dcm-метилазой. С более низкой эффективностью эта же система заменяет пары G–U на G–C. Другая MutY-зависимая система репарации специфически ликвидирует последствия окислительных повреждений гуанина. Если dGTP окисляется с образованием 8- оксо-dGTP, белок MutT расщепляет последний, предотвращая его включение в ДНК. Если же он все-таки включается напротив остатка С, то Fpg-гликозилаза (MutM) удаляет это модифицированное основание. В том случае, когда 8-оксо- G остается в составе ДНК, в следующем раунде репликации он спаривается с А, и в итоге может произойти трансверсия G–C→T–A. В этом случае белок MutY действует как ДНК-гликозилаза, удаляющая остаток A из некорректной пары, и как AP-лиаза, вносящая одноцепочечный разрыв по соседству с AP-сайтом. Далее следуют процессы, уже рассмотренные выше в связи с функционированием системы репарации BER. Последовательность реакций с участием MutY также репарирует некомплементарные пары A–G и A–C с образованием соответственно пар C–G и G–C.

Репарация ошибочно спаренных оснований у эукариот происходит при участии комплекса белков, подобного системе MutHLS бактерий. Белок GTBP человека представляет собой гомолог бактериального белка MutS, а у дрожжей в соответствующей роли выступает белок Msh6. Распознавание ошибочно

486

спаренных нуклеотидов у человека осуществляется гетеродимером MSH2– GTBP. Гомологами MutL в клетках S. cerevisiae являются белки MLH1 и PMS2, которые также существуют в виде гетеродимерных комплексов. Мутации в генах, кодирующих эти белки у человека, сопровождаются формированием мутаторного фенотипа и развитием наследственного неполипозного рака кишечника (синдром HNPCC – hereditary nonpolyposis colon cancer).

5.2.5.Полимераза поли(ADP-рибозы) в репарации ДНК у эукариот

Вотличие от бактерий одним из первых ответов клеток животных на тяжелые повреждения ДНК является массированная полимеризация остатков ADP-рибозы специальным ферментом – полимеразой поли(ADP-рибозы)

(poly(ADP-ribose polymerase) – PARP). В ядрах клеток млекопитающих PARP

присутствует в количестве 106 копий, и она обнаружена у большинства эукариот за исключением дрожжей. Процесс синтеза поли(ADP-рибозы) предшествует началу репарации повреждений ДНК. Большие затраты энергии на биосинтез этого полимера указывают на его важную, хотя и до конца не понятную, роль в выходе ядер клеток из стрессового состояния, вызванного премутационными повреждениями ДНК.

In vivo поли(ADP-рибоза) характеризуется очень малым временем полужизни. Цепи полимера, синтезированные в ядрах в ответ на мутагенное воздействие, в основном распадаются уже через 1–2 мин после завершения их синтеза. Такой быстрый обмен полимера в ядрах становится возможным благодаря совместному действию двух ферментов – PARP и гликозилазы поли(ADP-рибозы). Экспрессия PARP-кДНК в ядрах дрожжей, у которых отсутствуют оба фермента, летальна для клеток. Это связано, главным образом, с тем, что внутриядерное накопление поли(ADP-рибозы) сопровождается подавлением репликации ДНК и транскрипции.

Ген PARP, картированный на участке 1q41–1q42 хромосомы человека, кодирует полипептид, состоящий из двух функционально различающихся частей: N-концевого ДНК-связывающего и C-концевого каталитического доменов. Первый домен содержит две структуры типа "цинковые пальцы", которые обеспечивают взаимодействие PARP с разрывами в ДНК. С помощью футпринтинга установлено, что PARP связывается преимущественно с

487

одноцепочечными разрывами ДНК, закрывая своей полипептидной цепью по семь–восемь нуклеотидов по обе стороны от разрыва. При этом PARP индуцирует образование V-образного изгиба ДНК в месте одноцепочечного разрыва. Для синтеза поли(ADP-рибозы) фермент использует NAD в качестве субстрата. Структурные аналоги NAD часто являются ингибиторами PARP, например 3-аминобензамид – один из самых эффективных ингибиторов PARP. Каталитический домен PARP обнаруживает гомологию с различными NADсвязывающими ферментами. Одноцепочечные разрывы, остающиеся между фрагментами Оказаки при синтезе отстающей цепи ДНК, не индуцируют образование поли(ADP-рибозы), вероятно, из-за их экранирования белками реплисомы.

Рис. I.61. Схематическое изображение молекулы поли(ADP-рибозы), присоединенной к полипептидной цепи полимеразы поли(ADPрибозы) и продуктов ее деградации

Синтез поли(ADP-рибозы) можно рассматривать как один из редких случаев посттрансляционной модификации белков, при которой PARP использует свою собственную полипептидную цепь в качестве субстрата (рис. I.61). Такая массированная аутомодификация резко изменяет физические свойства фермента. Остатки Glu (25–30), расположенные в полипептидной цепи PARP между двумя вышеупомянутыми доменами, служат точками

488

инициации синтеза поли(ADP-рибозы). В процессе синтеза происходит разветвление полимера, и длина боковых цепей может достигать нескольких сотен остатков. В настоящее время до конца неизвестно, модифицирует ли молекула PARP сама себя или же это осуществляют другие молекулы PARP. На основании имеющихся кинетических данных наиболее вероятной считается модель, в соответствии с которой молекула PARP, ассоциированная с одноцепочечным разрывом, образует комплекс с другой молекулой и уже вторая молекула PARP служит акцептором полимеризуемой ADP-рибозы.

Гликогидролаза поли(ADP-рибозы) расщепляет цепи полимера с их концов, освобождая мономеры и олигомеры ADP-рибозы. Таким образом, в результате синтеза и деградации поли(ADP-рибозы) в ядрах образуются не только остатки никотинамида и ADP-рибозы, но и более сложные разветвленные продукты, состоящие из трех–четырех молекул мономера.

В присутствии ингибиторов PARP клетки животных становятся чрезвычайно чувствительными к действию алкилирующих агентов и ионизирующей радиации. Кроме того, в этом случае наблюдается повышенный уровень сестринских хроматидных обменов (СХО). Однако до сих пор нет доказательств прямого участия поли(ADP-рибозы) в репарации ДНК. Сверхэкспрессия рекомбинантного N-концевого домена PARP в клетках животных сопровождается теми же эффектами, что и действие ингибиторов PARP, в частности 3-аминобензамида. В неповрежденных клетках происходят дестабилизация генома и рост числа СХО. Опыты с трансгенными мышами, у которых ген PARP инактивирован в результате генного нокаута (см. раздел 10.3.4), показывают, что PARP-дефицитные мыши, тем не менее, здоровы и фертильны. Следовательно, PARP не играет существенной роли в пролиферации клеток, их дифференцировке и онтогенезе мыши. Клетки таких животных обладают нормальной способностью к эксцизионной репарации ДНК системами BER и NER. PARP-дефицитным мышам свойственны не совсем понятные физиологические дефекты, проявляющиеся в гиперплазии эпидермиса, вызванной повышенной пролиферацией кератиноцитов у старых особей, а также пониженной способностью тимоцитов к пролиферации после γ- облучения. Клетки панкреатических островков у PARP-дефицитных мышей обладают повышенной устойчивостью к цитотоксическому действию NO. Это может указывать на недостаток NAD, вызываемый повышенным синтезом

489

поли(ADP-рибозы), как одну из причин цитотоксичности NO у нормальных животных.

В настоящее время предложено несколько моделей, объясняющих физиологическую роль PARP в клетках животных. Все они подчеркивают, что PARP не участвует прямо в эксцизионной репарации ДНК, но необходима для быстрой мобилизации ресурсов клеток при исправлении повреждений их генома. Способность ингибиторов PARP вызывать гиперчувствительность клеток к алкилирующим агентам и ионизирующей радиации позволяет рассматривать этот фермент в качестве удобной мишени в химиотерапии опухолей.

Рассмотренные в данной главе механизмы образования мутаций указывают на большое разнообразие путей повреждения генетической информации, заключенной в экспрессирующихся и временно молчащих генах. Эволюционное развитие животного и растительного мира противопоставило мутагенным воздействиям мощное противоядие в виде эффективных систем репарации ДНК. Тем не менее, из-за ошибок систем репарации и повреждения самих этих систем происходит необратимое накопление мутаций, приводящих к нарушениям метаболизма и развитию различных патологических состояний организма. В этой связи еще более эффективным средством защиты генетической информации является блокирование (инактивация) химических мутагенов на подступах к жизненно важным генетическим локусам. Именно такую нагрузку несут рассмотренные выше ферментные системы детоксикации ксенобиотиков. На мой взгляд, одной из функций поли(ADP)-рибозы в клетках, подвергнутых мутагенному воздействию, может быть очистка ядер от мутагенов, ковалентно взаимодействующих с нуклеиновыми кислотами, в том числе свободных радикалов, возникающих под действием ионизирующего излучения. Это соединение может играть роль чистильщика (scavenger) ядер от химических мутагенов и понижать их внутриядерную концентрацию через образование соответствующих аддуктов. Синтез поли(ADP)-рибозы является быстрым адаптивным ответом клеток в ответ на массированное мутагенное воздействие. Однако в естественных условиях существования организмов такие ситуации встречаются редко. В природных условиях, свободных от присутствия антропогенных экологических факторов, скорее имеется слабый мутагенный фон, постоянно окружающий информационные макромолекулы на

490

протяжении всей жизни организма. В недавно разработанной модели альтруистичной ДНК (Л.И. Патрушев, 1997 г.) избыточные последовательности нуклеотидов эукариотической ДНК рассматриваются в качестве еще одной специфической системы защиты генетической информации, характерной для многоклеточных организмов. Далее будут представлены основные положения этой модели.

5.3. Альтруистичная ДНК

Как следует из вышеизложенного, стабильность генетической информации любого организма обеспечивается двумя различными путями. Прежде всего, системы детоксикации ксенобиотиков и эндогенных мутагенов осуществляют блокирование токсического потенциала таких соединений путем их химических модификаций, обеспечивающих эффективное выведение из клетки и организма. С другой стороны, если генотоксические агенты, прорвав этот барьер, все-таки модифицируют ДНК, начинает функционировать многокомпонентная система репарации поврежденных генов.

Анализ структуры генома эукариот показывает, что для соматических клеток многоклеточного организма остается еще один путь защиты своего генома от мутагенов экзогенного и эндогенного происхождения – разбавление кодирующих последовательностей нуклеотидов некодирующими таким образом, чтобы последние выступали в роли ловушек мутагенов, будь то химические мутагены, непосредственно взаимодействующие с ДНК, или же модифицированные нуклеотиды с измененной специфичностью спаривания, ошибочно включаемые ДНК-полимеразами в ДНК из внутриклеточного пула модифицированных предшественников в процессе репликации. В живом организме, обеспечивающем поддержание внутриклеточного гомеостаза, внутриядерная среда соматических и половых клеток, включающая низкомолекулярные метаболиты, на протяжении больших промежутков времени (соизмеримых со временами клеточного цикла или даже продолжительности жизни самого организма) должна находиться в стационарном состоянии. Можно полагать, что в обычных экологических условиях, к которым организм адаптирован, внутриядерные мутагены, поступающие из цитоплазмы или образующиеся в самом ядре, находятся в стехиометрическом недостатке по отношению к потенциальным мишеням,