- •1. Основные представления о микробиологических средах и их компонентах
- •1.1. Классификация сред, терминология
- •1.2. Питательные основы
- •1.3. Агар-агар и его заменители
- •1.4. Сыворотка крови животных и человека
- •1.5. Твины
- •1.6. Минеральные соли
- •1.7. Селективные агенты Красители
- •2. Грамотрицательные аэробы 2.1. Род Псевдомонады
- •2.2. Сем. Нейссерии
- •2.3. Род Бордетеллы
- •2.4. Род Бруцеллы
- •4.3. Сем. Пастереллы Род Пастереллы
- •8.4. Род бациллы
- •8.5. Род микобактерий
8.4. Род бациллы
К этому роду относится В. anthracis—возбудитель одной из опаснейших болезней—сибирской язвы. С другой стороны, бациллы имеют длительную историю применения в биопромышленности и экспериментальной микробиологии. Коммерческоезначение их обусловлено, в основном, производством ферментов для приготовления пищи, напитков, детергентов. Особой отдачи ожидают от секвенирования генома В. subtilis (Harwood С, 1989).
Элективные среды для В. anthracis подробно описаны Norris J. etal. (1981) иParry J. et al. (1983).
Решающим дифференциально-диагностическим тестом идентификации палочки сибирской язвы является обнаружение капсульных бацилл (Шляхов Э. Н. и соавт., 1978). Известно, что капсулообразование В. anthracis, регулярно протекающее в живом восприимчивом организме, с трудом воспроизводитсяinvitro. В последнем случае применяются различные элективные среды, у большинства из которых обязательным компонентом является нативная бычья или лошадиная сыворотка крови в относительно высокой концентрации (среды ГКИ, Лефлера, сывороточные агар и бульон). Среды содержат кровь, яичный белок, мозговую ткань, бикарбонат; культивирование проводят в атмосфере 10—50% СО2. С этой же целью используются среды Торна и Буза, а также предложенные Томовым А., Тодоровым Т. (1966), Chu H. (1952), Schaefer W. (1963). Кровь и ее сыворотка являются адсорбентами факторов, ингибирующих капсулообразование напитательной среде (Schaefer W, 1963). Но все перечисленные среды сложны в приготовлении, некоторые из них многокомпонентны. Наиболее четко капсулообразование у В. anthracis отмечается на цельной жидкой или свернутой сыворотке (среда Лефлера), а также на 40%-ом сывороточном агаре.
Калиновский А. И. и соавт. (1983) разработали методику получения капсулы у В. anthracisна молочно-солевом агаре, который готовили общепринятым методом: 5% стерильного молокаобработанного хлороформом добавляли в расплавленный и осту-
252
253
женный 3%-ый солевой агар; бациллы культивировали в 10%ССЬ. Эту среду рекомендуется использовать для выявления способности В.anthracisсинтезировать капсулуinvitro(Метод, ре-ком. ..., 1985).
Машков А. В. (1960) предложил питательную среду для культивирования В.anthracisв капсульной форме.
Влияние сыворотки крови, углекислоты или бикарбоната натрия на образование капсул в культуре вирулентных штаммов В. anthracisизучалиMeynellE.,MeynellG. (1964).
В 1960—1962 гг. Архипова В. Р. предложила метод быстрого выявления капсулы сибиреязвенного микроба на среде ГКИ (ГИСК им. Тарасевича). По степени капсулообразования на ней можно судить о вирулентности В. anthracis. Эта среда пригодна для ускоренной индикации данного микроба (Бойков Ю. И., 1968). Кроме того, для этих целей рекомендуется использовать бульон Хоттингера с 40% инактивированной сыворотки (Салтыкова Р. А., 1976), свернутую сыворотку (Михайлов Б. Я. и соавт., 1960).
Шляхов Э. Н. и соавт. (1978) предлагают плотную среду, в состав которой вместо крови или ее сыворотки входит в качестве адсорбента ингибиторов капсулообразования активированный уголь (авт. свид-во № 515355 от 28.01.76). Она содержит (%):DL-цистин—0,01; активированный уголь—0,2; бикарбонат натрия—0,1; агар Хоттингера—до 100. Среда экономична, способствует более четкому выявлению капсулообразования В.anthracisи проста в приготовлении.
Найманов П. И., Соркин Ю. И. (1984) рассматривают дополнительные факторы роста В. anthracis в условиях капсулирования invitro.
Низамов Р. Н. и соавт. (1992) предлагают для выращивания капсульной формы сибиреязвенного микроба среду, содержащую 35—40 об.% сыворотки крови КРС и в качестве солевого раствора, с целью упрощения и удешевления ее состава, 60—65 об.% свежей мочи здорового человека.
Акулова М. Ф. (1964) модифицировала агаровую среду для дифференциации сибиреязвенных бацилл.
Николаев Е. С. и соавт. (1966) рекомендуют использовать отходы производства иммуноглобулинов в изготовлении питательных сред для культивирования В.anthracis.
Доценко В. А. (1979) рассматривали оптимальный вариант питательной среды для получения сибиреязвенного протектив-ного антигена.
Ярощук В. А. и соавт. (1985) предлагают выделять сибиреязвенный микроб из молока используя либо сухой питательный агар с ингибиторами, разработанный НИПИ Кавказа и Закавказья, промышленное производство которого налажено в Ставропольском НИИ вакцин и сывороток, либо, при отсутствии его, использовать дифференциально-диагностическую среду, приготовленную на агаре Хоттингера рН 7,6—7,8 с аминным азотом
130—140 мг%, куда добавляют ингибиторы и индикатор в количестве М-сульфата полимиксина 250 ЕД/мл, триметоприма 100 мкг/мл и фенолфталеин-фосфата натрия 0,01%/мл.
По мнению Ипатенко Н. Г. и соавт. (1994) регламентированные способы экспресс-диагностики сибирской язвы путем выращивания микроба на искусственных питательных средах (Рево М. В., 1914), глюкозо-сывороточной среде (Lastia G., 1958), специальной среде ГКИ (Архипова В. В., 1971) и других (Груз Е. В. и соавт., 1974; Sterne V. et al., 1957) не отвечают требованиям ветеринарной лабораторной практики из-за неполноценности их состава и низкого, вследствие этого, капсулообразования. В результате авторами разработана среда, где в качестве источника азотистого питания используется сыворотка крови КРС, а источника ионов ССЬ2 и щелочного агента—гидрокарбонатная магниево-кальцево-натриево-природная минеральная вода (ОСТ 18107—73).
Welkos S., Keener T. (1986) отмечают более высокую вирулентность у культур В.anthracis, полученных на жидкой питательной среде.
ChungI.,ForstA. (1970) изучали питательные потребности В.anthracis.BojoiP.etal. (1973) использовали для выращиванияВ. anthracis вытяжку кукурузы. Ikegami Т. et al. (1976) изучали характер роста колоний В.anthracisна среде, содержащей тиогли-колят.
Бакулов И. А. и соавт. (1981) предлагают для выращивания бацилл среду, включающую дрожжевой экстракт и соли калия, кальция, магния, марганца, железа и аммония. Недостатки ее рассмотрены Степиным А. А. и соавт. (1994).
Элошвили Н. И. (1975) изучал вопросы усовершенствования питательной среды для культивирования шт. СТЙ-1.
Найманов П. И. (Naimanov P.) и соавт. (1984) рассматривают питательные потребности В.anthracisи особенности роста вакцинного штамма СТИ в условиях периодического культивирования на жидких синтетических средах.
Diego A. (1962) исследовал способность различных препаратов пептона подавлять рост спор В. anthracis в питательных средах. Влияние сывороток крови различных видов животных на прорастание спор В. anthracis изучали Srinivasan V. et al. (1972). Среду для споруляции В. anthracis предлагают Kim H., Goepfert J. (1974). Еременко Е. И. (1983) рассматривал влияние L-аланина на прорастание спор сибиреязвенного микроба. Факторы, влияющие нарост спор В. anthracis, изучали Thibault R., Manchel R. (1987).
Волкова В. П. и соавт. (1985) изучали зависимость спорообразования вакцинного штамма бациллы СТИ от минерального состава сырья. Наибольшая споруляция отмечалась в присутствии солей магния и марганца, а при наличии дополнительного источника энергии (глюкоза)—в сочетании каждого из них с фосфатами. Марганец по данным многих авторов (Hodges N.. Brown R.. 1974;OhYoung,FreeseE.. 1976: Перт, 1978; Смирнов В. В. и
254
255
соавт., 1982) принимает непосредственное участие в споруляции многих видов бацилл.
По данным Романова Г. И. и соавт. (1991) из жидких питательных сред, использованных для получения споровой культуры сибиреязвенного штамма СТИ-1, наиболее перспективной оказалась среда, основу которой составляет суточный ферментативный гидролизат гороха. Она обеспечивает спорообразование на уровне 90—98%, накопление бактериальной массы 500— 780 млн/см3и высокую иммуногенную активность, с сохранением этих свойств в течение двух лет.
Угримов С. А. и соавт. (1992) рекомендуют для повышения спорообразования сибиреязвенного микроба питательную среду, которая содержит (г/л): в качестве питательной основы амино-пептид 3—4 и ферментативный гидролизат кормовых дрожжей 4—6; в качестве источника углевода—маннит 1,0—1,5; а из минеральных веществ—хлорид натрия 4—6; гидроокись натрия 0,1— 0,15; а также агар 15—17.
Бакулов И. А. и соавт. (1993) с целью сокращения времени на получение спорового материала В. anthracis в питательную среду с источником азота в виде 60—80 мл кислотного гидролизата говяжьего мяса и 1,5—2,5 г/л сульфата аммония дополнительно вводили 3—12 г/л фосфата калия двузамещенного; 0,8—1,2 г/л цитрата натрия; 0,15—0,25 г/л сульфата магния; 0,08—0,12 мл/л поли-пропиленгликоля. Культивирование осуществляется в течение 46—50 ч, из них первые 27—29 ч при аэрации. Эти же авторы (1993) для повышения уровня спорообразования, выхода спор иускорения культивирования (в течение 16—18 ч) В. anthracis предлагают среду инкубирования, состоящую из гидролизата кормовых дрожжей с содержанием общего и аминного азота 1,2—1,5 г/л и 0,5—0,7%, соответственно; агара 35—40 г/л; NaCl 4—6 г/л; окса-лата натрия 0,8—1,2 г/л; фосфатов калия однозамещенного 3—7 г/л и двузамещенного 5—12 г/л; твина-80 0,2—0,4 г/л.
Зотов А. П., Терентьева Ф. А. (1963) изучали вопросы культивирования В.anthracisна минеральных средах.
Шелохович А. И. и соавт. (1990) для упрощения и ускорения способа получения атоксигенных вариантов возбудителя сибирской язвы использовали плотную среду с 15—25% лечебной антисибиреязвенной сывороткой.
Андрус В. Н. и соавт. (1987) показали увеличение концентрации биомассы возбудителя сибирской язвы при добавлении в питательную среду перфтордекалина—фторуглеродистого соединения, растворяющего аномально высокое количество кислорода.
Готтшалк Г. (1982) отмечает особую склонность многих видов бацилл к денитрификации.
Микшис Н. И. и соавт. (1991) определяли питательную потребность 17 штаммов сибиреязвенного микроба на модифицированной синтетической среде, удобной для проведения генетического анализа В. anthracis. Установлена абсолютная зависи-
мость всех культур в метионине в сочетании с потребностью в одной или двух нижеследующих аминокислот: цистеина, треонина, орнитина или глутаминовой кислоты.
KnisselyR. (1965) рассматривает дифференциальные среды для идентификации В.anthracisи приводит сравнительные данные об эффекте раствора гематина в среде на выявляемость данного и родственных ему микроорганизмов. Несколько позжеKnisselyR. (1966) предложил селективную среду для выращивания В.anthracis.
Бойков Ю. И. (1968) рекомендует дифференцировать В. anthracisпо росту на МПА с пенициллином.
Найманов П. И. и соавт. (1992) при изучении популяционного состава 19 бескапсульных штаммов возбудителя сибирской язвы, выделенных от больных, животных и окружающей среды, использовали специальные дифференциально-диагностические среды.
Храмов М. В. и соавт. (1991) предлагают использовать в производстве сред для культивирования сибиреязвенных вакцин некоторые промышленные источники непищевого сырья. Вопросам питательных сред для возбудителя сибирской язвы посвящены авт. свид-ва № 1809556 (1987) и № 1538508 (1988). В настоящее время щгативосибиреязвенные вакцины из штамма 55-ВНИИВВиМ на предприятиях Биопрома России готовят с использованием какплотных, так и жидких питательных сред. По данным Гаврилова В. А., Числова Ю. В. (1996) вакцины, приготовленные из бактериальной массы, выращенной на жидкой среде, более иммуногенны за счет присутствия в них протективного сибиреязвенного антигена.
Гаврилов В. А. и соавт. (1997) культивировали вакцинный штамм 55-ВНИИВВиМ в жидкой споруляционно-ростовой среде, содержащей дрожжевой экстракт, пептон, фосфат калия дву-замещенный, хлорид кальция, сульфаты цинка, меди, железа и аммония.
Колесов С. Г. (1976), Лабинская А. С. (1978), Кочемасова 3. Н. и соавт. (1987) приводят рецептуры сред Буза, Томова и ГКИ для обнаружения сибиреязвенных бацилл. В справочнике ветеринарного лаборанта (Андросов Ф. 3. и соавт., 1981) даются, кроме того, рецептуры следующих сред для выращивания и дифференциации В. anthracis: Дрожжевкиной, МПА с пенициллином, дрожжевые агар и бульон по Мещерякову, пшеничный и гороховый агары.
DaoTrjng-Hung(1972) изучали влияние концентрации различных веществ и солей в питательной среде на прорастание бацилл, в том числе возбудителя сибирской язвы.
Комоско Г. В. и соавт. (1988) показали возможность замены в среде культивирования В.anthracisштамм СТИ-1 рыбной кормовой муки гидролизатом казеина.
Johnatan L. Keit et al. (1992) предлагают среду для выращивания и идентификации бацилл из окружающей среды, содержащую КГЧОз, люминол, З-амино-1-тирозин и агар с гриптиказой при соотношении компонентов 600:5:4:2000.
256
9 3-235
257
Фирантас С.-Г. А. и соавт. (1982) предлагают питательнуюсреду для В. subtilis G-78 с целью получения (3-манназы.
Устинников Б. А. и соавт. (1991) разработали среду для глубинного культивирования В. subtilisВКПМ В-2595—продуцентасс-амилазы, содержащую (мас.%): кукурузную муку 12—20; мел 0,2—0,5; мочевину 0,4—0,5 и воду до 100, а также, дополнительно, с целью увеличения активности продуцента и снижения себестоимости продукта, сухие кормовые дрожжи 0,3—0,6; сульфат аммония 0,6—1,3 и тиамин 0,0033—0,0045.
Подберезный В. В. и соавт. (1996) рекомендуют для В. subtilis свою среду из нативной подсырной сыворотки, обогащенную солевыми компонентами (сульфат железа, двузамещенный фосфат калия, молибденат аммония, бикарбонат натрия). Она превосходила по накоплению биомассы МП Б и молочную сыворотку В. И. Никитенко.
Осадчатая А. И. и соавт. (1997) исследовали влияние широкого спектра источников углеводов на рост промышленно важных штаммов В. subtilis. В сравнении с традиционной глюкозой стимулирующий эффект зеленой патоки были выше в 2,7 раза, а глюкозы в сочетании с ксилозой—в 2,5 раза. В результате подобран оптимальный состав компонентов питательной среды.
Чаплинский В. Я. и соавт. (1992) предлагают для выращивания спорообразующих аэробных бактерий В. subtilis и В. licheni-formis среду, содержащую 500—600 г/л пивного сусла; 50—60 г/л гидролизата мяса; 25—30 г/л агар-агара, воду и дополнительно, с целью повышения выхода биомассы, увеличения антагонистической активности бактерий и их устойчивости к лиофильной сушке, 50—100 г/л хлоропластной фракции зеленого сока из листо-стебельной биомассы люцерны.
Рак Н. (1993) исследовал образование бацитрацина В. licheni-formis при различных культуральных условиях. Главными компонентами среды являлись глюкоза, (NH^SC^, KH2PO4. СаСОэ используется для снижения ингибирующего действия глюкозы. Замена (NH.»)2S04 на глутаминовую кислоту повышает выход продукта в 4—5 раз.
Усанов Н. Г. и соавт. (1992) предлагают способ выделения бактерий В.maceransиз почвы, включающий получение накопительной культуры из образца почвы посевом на питательную среду, состоящую из а-циклодекстрина 3—10 г/л; кукурузного экстракта 0,19-0,21 г/л; КШР04 0,19-0,21 г/л; (Nf^HPO* 0,19-0,21 г/л и последующим пересевом на агаровую среду (картофельно-глюкозный агар).
В. cereus известен как возбудитель мастита сельскохозяйственных животных, а также широкого спектра заболеваний человека.
MosselD.etal. (1967) разработали элективно-индикаторнуюсреду для В. cereus, в которой используется характерная для данного микроорганизма лецитиназная активность и неспособность
258
усваивать маннитол, а элективность обеспечивается добавлением полимиксина.
KimH.,GoepfertJ. (1971) описали среду с полимиксином и яичным желтком, а среда Кендала расчитана на сбраживание маннитола и реакцию с яичным желтком (ParryJ.etal. (1983).
HolbrookR.,AndersonJ. (1980) разработали селективно-диагностическую среду РЕМВА для изоляции и подсчета В.cereus, включающую пептон, маннитол, хлорид и пируват натрия, сульфат магния, фосфаты, бромтимоловый синий и агар-агар. Выпускается в настоящее время фирмой «Oxoid» под коммерческим названием «CereusSelectiveMedium».
Левина Е. Н. и соавт. (1974) для накопления токсина В. cereus применяли модифицированную ими среду Торна с добавлением 1% сыворотки, глюкозы и бикарбоната натрия.
Кочемасова 3. Н. и соавт. (1987) приводят рецептуры следующих сред для обнаружения В.cereus: солевого полимиксинового агара с ТТХ, глюкозопептонной среды и среды Донована.
MazasM.etal. (1995) показали высокую эффективность (по проценту споруляции и термостабильности спор В.cereus) питательного агара с Мп2+, обогащенного питательного агара, среды Angelottiи молочного агара.
Devasconcellos E, Rabinovitch L. (1995) предложили новую формулу альтернативной селективно-индикаторной культур-альной среды без антибиотиков для изоляции и предварительного подсчета В. cereus в пищевых продуктах. Эта среда VPvM дает возможность как индикации гидролиза яичного лецитина, так ичеткой идентификации колоний В. cereus и соответствующих видов В. thuringiensis, не только по морфологии, но также по цвету. С другой стороны, В.megateriumингибируется вVPvM. потомучто среда содержит комбинацию Триса и окисленного редуцированного резазурина. При отсутствии обеих этих субстанций ин-гибирования не наблюдается. Данные соединения присутствуют при рН 8,2±0,1 в рецептуре, которая также содержит триптон, яичный желток и соли—ингибируют или тормозят рост других микроорганизмов обнаруживаемых в пищевых продуктах. В сравнении с традиционной средойMossel(MYP), представленная имеет два положительных качества: не требуется наличия антибиотиков, таких как полимиксин В; несложность и возможность быстрого изготовления в лабораторных условиях.
Добавление стрептомицина в комплексные среды эффективно при выделении любых штаммов В. sphaericus (Hertline В. et al. 1979).
Элективная среда BATS для штаммов В. sphaericus. патогенных для насекомых, разработанная Yousten A. et al. (1985), содержит аргинин в качестве единственного источника азота, углерода и стрептомицин.
PundleA.,SivaramanH. (1994) оптимизировали среду для продукции пенициллин-У-ациклазы В.sphaericus(NCIM2478),
9* 259
продуцировавшего высокие уровни этого фермента (100 Ед/г сухих клеток) когда росли на жидкой солевой среде с погруженными зернами при 25°С в течение 20 ч. Дополнение среды 1 % (w/y) пшеничными отрубями или их водным экстрактом приводило к более чем 70%-ому увеличению общей ферментативной активности. Удаление NazHPCb, MgSCb, СаСЬ, FeSCK CuSO и KCI из среды на рост и продукцию фермента не влияло.
Yamaguchi N. et al. (1993) изучали эффект Сахаров на образование микробиологического пиразинаNattoВ. в синтетической жидкой среде, содержащей различные источники углерода.14 пиразинов были идентифицированы с помощью GC и GC-MS. Наибольший выход пиразинов наблюдался при добавлении глюкозы и общее количество пиразинов составляло более, чем 42 мг/л культурального бульона. 17 источников углерода разделили на 5 групп (А, В, С,D, Е) моделей образования пиразина. В случае группыA(DиL-арабиноза, ксилоза, галактоза и сорбоза), 2-ме-тилпиразин являлся основным продуктом. В группе В (глюкоза, фруктоза, манноза, сахароза и маннитол) основными продуктами были триметил- и тетраметил-производные. Основным продуктом группы С (трегалоза и сорбитол) являлся 3-этил 2,5-диметил-пиразин, а для группыD(раффиноза и стахиоза) был 2,5-диме-тилпиразин. Группа Е (L-рамноза, мальтоза и лактоза) не могла относиться к каким-нибудь другим группам. Выход пиразинов вкультуральных бульонах был сопоставим с клеточным ростом в каждой группе, за исключением группы Е.
Nakajo M., Moriyama Y. (1994) разработали селективную среду т-ТАА и метод подсчета для температурорезистентных спор В. со-agulans. Это один из принципиально-причинных организмов, ответственных за порчу по слабокислому типу пищевых продуктов термообработанных и герметически упакованных. Для приготовления среды 10 г фитона, 5 г дрожжевого экстракта, 5 г декстрина и 4 г фосфата калия были растворены в 500 мл дистиллированной воды и доводили рН раствора до 4,6. Другой раствор получали растворяя 20 г агара в 500 мл дистиллированной воды. Оба раствора автоклавировались при 121°С в течение 15 мин и перед использованием смешивались после расплавления. В залитом диске среды инкубировали при 55°С в течение 5 суток; споры В. coagulans, нагретые до 100°С за 30 мин, продуцировали среднее эквивалентное число видимых колоний на декстрозо-триптоновом агаре (рН 7,0), в то время как нагретые подобным образом споры В.stearother-mophilus, В. circulans, В. licheniformis, В. subtilis, В. cereus, В. mac-erans, В. brevis и В. pumilus колонии не продуцировали. Этот метод селективного подсчета был применен и к пищевым ингредиентам. Все 14 изолятов от колоний сформированных на дисковой среде идентифицировались с В.coagulans.
Buyer J. (1995) разработал плотную среду для подсчета и изоляции почвенных и ризосферных микроорганизмов, названную средой для ризосферной изоляции, содержащую глюкозу и 15 из
20 общих аминокислот. Отсутствие 5 других аминокислот, а именно, аспартиковой кислоты, аспарагина, цистеина, пролина и треонина ингибирует рост В. mycoides, обычно неожиданно встречаемой бактерией, которая быстро распространяется наагаровых средах, усложняя изоляцию и подсчет других микроорганизмов. В сравнении с похожей средой, содержащей казами-новые кислоты, среда для ризосферной изоляции имела половину числа обычно образующихся колоний В.mycoides, с диаметром каждой колонии в 2 раза меньшим. Обе среды имели сходное общее количество бактериальных колоний. Изоляты были разделены на таксономические группы, грубо соответствующие видам и родам, по анализу жирнокислотного метилового эфира и численным методам. В изолятах от среды для ризосферной изоляции обнаруживались 24 рода и 41 вид, в то время как 19 родов и 35 видов обнаруживались в изолятах из среды с казаминовыми кислотами. Но значительная группа бактерий обнаруживалась только на одной из сред, указывая, что 5 отсутствующих аминокислот не имели большого эффекта на другие, чем В.mycoides, организмы. Эта среда может оказаться полезной в исследованиях почвы и ризосферы, где рост В.mycoidesнежелателен.
FernandezP.etal. (1995) изучали влияние рН и типа окислителя (лимонная кислота или глюконо-дельта-лактон) восстановительной среды на температурную резистентность В.stearother-mophilus ATCC 12980. Споры нагревались в бидистиллированной воде в качестве референсного субстрата и в кислотном грибном экстракте с использованием лимонной кислоты или глюконо-дельта-лактона как окислителей (рН 6,2) и субкультивировались в референсной (рН 7) и окисленной (рН 6,2) средах. Рассматривалось повышение чувствительности к рН в период обработки у спор, подвергшихся тепловой обработке. Во всех случаях, значенияDбыли ниже в окисленной восстановительной среде, чем полученные в референсной среде, но тип окислителя, использованный в восстановительной среде не влиял на значенияD. Отсутствие влияния на величинуzрассматривалось как следствие различий восстановительных сред, но они изменялись в диапазоне от 7 до 10°С как функция различных нагревающих субстратов. Глюконо-дельта-лактон оказался таким же эффективным как лимонная кислота в управлении микробиологической порчей пищевых продуктов. РН имеет большое влияние на уменьшение значенийD, особенно когда подкисление субстрата и восстановительной среды сочетаются. Следовательно необходимо использовать данный эффект при подсчете в процессе вычислений или подтверждении результатов.
Schuster К. et al. (1995) разработали синтетическую среду для непрерывного культивирования В. stearothermophilus PV 72 с целью совершенствования методики получения фрагментов клеточной стенки с определенными, важными для биотехнологии. свойствами.
260
261
Соломатина П. С. и соавт. (1984) предлагают питательную среду для В. thurengiensis.
LiuW,BajpaiR(1995) модифицировали известную ростовую среду для В.thuringiensisс целью использования при периодической с высокой плотностью ферментации. Среда была выбрана для ограничения сложной питательной потребности при периодическом и непрерывном культивировании. Установлена эффективность добавления дрожжевого экстракта или отвара зерна, тогда как соли и аминокислоты не оказывали действия. При культивировании во встряхиваемых бутылях уменьшение концентрации глюкозы и добавление отвара зерна делало среду углерод-ограниченной. Перечисленные модификации среды позволяли получать более высокую плотность клеток.
Takagi H. et al. (1995) увеличивали продукцию щелочной эла-стазы, в том числе новым, с высокой эластолитической активностью, алкофильным штаммом Bacillus путем изменения состава культуральной среды. Суммарную активность увеличивали в 3 раза используя кислотный гидролизат соевых бобов; выход продукции заметно возрастал после преципитации с сульфатом аммония.
Ряд сред, предназначенных для выделения В. aminovorans— с триметиламином в качестве источника N и С (ClausD.,BerkeleyR., 1986); В.azotofixans—агаризованная, не содержащаяN, с тиамином и биотином (SeldinL.etal., 1984); В.benzoevorans— минимальная с бензоатом в качестве источника С и энергии (PichinotyЕ,AsslineauJ., 1984); В.fastidiosus—минимальная с мочевиной и аллантионом в качестве источника N и С (Воп-gaertsG.,VogelsG., 1976) представлены в работе Амбулос Н. и соавт. (1992).