Физиология растений (110

пятно. Держа бумажную полоску за петельку, опустить ее строго вертикально в цилиндр, чтобы кончик (3-4 мл) касался бензина. Цилиндр закрыть пробкой и поставить для разгонки пигментов в темное место (на свету пигменты разрушаются).

Оформление результатов опыта

1) Зарисовать установку для разделения пигментов. Объяснить, какой из пигментов и почему расположен на хроматограмме выше.

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

Рис. 6.1. Установка для разделения пигментов

2) Зарисовать хроматограмму, обозначить места расположения отдельных пигментов.

Рис. 6.2. Хроматограмма вытяжки пигментов листа

6.3. РАЗДЕЛЕHИЕ ПИГМЕHТОВ ПО КРАУСУ

Метод основан на разной растворимости отдельных пигментов в двух несмешивающихся жидкостях – бензине и спирте.

Методика выполнения. В большую пробирку налить 1 мл спиртовой вытяжки, 1,5 мл бензина и 2-4 капли воды. Закрыть пробирку пальцем и энергично встряхнуть. После отстаивания жидкость в пробирке разделится на два слоя. Бензин, как более легкий, расп о- ложится сверху, а спирт – внизу. Бензиновый слой будет окрашен в зеленый цвет, сюда переходит хлорофилл и каротин, спиртовой слой будет окрашен в золотисто-желтый, в нем останется наиболее гидрофильный пигмент – ксантофилл.

Оформление результатов опыта

1) Зарисуйте пробирку с разделившимися пигментами. Укажите, в каком слое, какие пигменты располагаются. Основываясь на строении молекулы, объяснить различную растворимость пигментов в спирте и бензине.

21

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

Рис. 6.3. Разделение пигментов по Краусу

6.4. ОМЫЛЕHИЕ ХЛОРОФИЛЛА ЩЕЛОЧЬЮ И ОТДЕЛЕHИЕ КАРОТИHА

Из пробирки с пигментом, разделенным по Краусу, пипеткой отсосать нижний желтый раствор, перенести его в тонкую пробирку и сохранить для дальнейшей работы. Если в пробирке осталось немного желтого раствора, то отсосать его с частью зеленого и обезличить.

В оставшуюся зеленую вытяжку добавить равный объем этилового спирта, две капли воды и кристаллик щелочи. Пробирку энергично встряхнуть. Под действием щелочи прои с- ходит омыление хлорофилла. Метиловый спирт и спирт фитол отщепляются, образуя калиевую соль хлорофиллиновой кислоты – хлорофиллид калия. Это соединение сохраняет зеленый цвет и основные оптические свойства хлорофилла, но в результате отщепления гидрофобного «хвоста» хлорофиллид обладает более выраженными гидрофильными свойствами, поэтому из бензина переходит в спирт. После отстоя жидкость в пробирке вновь разделится на два слоя: верхний бензиновый – желтый, нижний спиртовый – зеленый.

Оформление результатов опыта

1)Напишите реакцию омыления хлорофилла.

2)Зарисуйте пробирку с разделившимися слоями жидкости. Укажите, в каком слое растворены отдельные пигменты. Объясните, почему хлорофилл после омыления перешел из бензина в спирт.

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

__________________________________

Рис. 6.4. Разделение пигментов после омыления хлорофилла

6.5. ИЗУЧЕHИЕ ОПТИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ПИГМЕHТОВ ЛИСТА

22

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

Рис. 6.8. Поперечный срез листа светолюбивого растения

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

____________________________________

Рис. 6.9. Поперечный срез листа теневого растения

в) Зарисуйте структурную формулу хлорофилла

Структурной основой молекулы хлорофилла является порфириновое ядро, состоящее из пиррольных колец. В центре находится атом магния, связанный с четырьмя атомами азота, которые придают ядру гидрофильный характер. Фитол, занимающий большую часть молекулы хлорофилла, состоит из углеводородных группировок и придает молекуле гидрофобные свойства. Таким образом, молекуле хлорофилла свойственны гидрофильные свойства, что имеет важное значение значение для пространственного фиксирования молекулы хлорофилла в ламеллах

– гран хлоропластов.

Рис. 6.10. Структурная формула хлорофилла «а»

24

i – изотонический коэффициент, зависящий от степени диссоциации молекул растворенного вещества (для недиссоциирующих веществ равен единице);

С– концентрация раствора в молях на литр.

Врастительные клетки вода из внешней среды поступает вследствие того, что осмотический потенциал клеточного сока, как правило выше такового во внешнем растворе.

При поступлении воды в клетку по законам осмоса объем вакуоли увеличивается и плазма оказывает постепенно возрастающее давление на клеточную стенку, вследствие чего она переходит в напряженное состояние, которое называется тургором.

Давление, оказываемое плазмой на клеточную стенку, называется осмотическим (Р), противодавление клеточной стенки, препятствующее увеличению объема – тургорным (Т). Сила с которой клетка сосет воду, называется сосущей силой клетки (S). Она зависит от соотношения Р и Т, и может быть выражена формулой: S = P – T.

Если клетка находится в состоянии плазмолиза, то будучи перенесена в воду или слабый (гипотонический) раствор, она будет насасывать воду со всей силой осмотического п о- тенциала (S = P).

При насыщении клетки водой клеточная стенка в силу своей эластичности растягивается и оказывает противодавление на плазму, ограничивая тем самым сосущую силу. В момент наибольшего напряжения клеточной стенки клетка перестает насасывать воду. В этом случае Р = Т, отсюда S = 0. Однако и при этом концентрация и осмотический потенциал клеточного сока могут оставаться выше, чем эти показатели в наружном растворе, но клетка не может насасывать воду, так как дальнейшему увеличению ее объема препятствует максимальное растяжение клеточной стенки. Здесь объем клеток оказывается максимальным.

При помещении клеток в раствор, концентрация которого выше (гипертонический раствор), чем концентрация клеточного сока, происходит обезвоживание клеток в результате выхода воды во внешний раствор (экзоосмос). При этом тургорное давление падает, появляется сосущая сила, возрастающая по мере увеличения разницы между Т и Р. При возникновении плазмолиза Р = 0, отсюда S = P. При наступлении плазмолиза объем клеток уменьшается.

Если концентрация клеточного сока и наружного раствора равны (изотонический раствор), то не насасывают воду и не отдают ее в наружный раствор. Объем клеток не и з- меняется.

Сосущая сила клетки может увеличиваться также при потере воды на испарение. При этом наступает состояние цитториза. В отличие от плазмолиза при цитторизе уменьшение объема клетки не сопровождается отставанием протоплазмы от клеточной стенки. Протоплазма, уменьшаясь в объеме, деформирует клеточную стенку, втягивая ее внутрь. Клеточная стенка, обладая упругостью, стремится растянуть протопласт. Здесь тургорное давление ве-

бумаги, очищенные вялые и свежие клубни картофеля, полоски миллиметровой бумаги, раствор сахарозы 1М, дистиллированная вода.

7.1. ОПРЕДЕЛЕНИЕ СОСУЩЕЙ СИЛЫ РАСТИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ МАКРОСКОПИЧЕСКИМ МЕТОДОМ

Метод основан на подборе наружного раствора такой концентрации, при которой полоска ткани не изменяет своего размера. Если осмотическое давление наружного раств ора будет больше сосущей силы ткани, то раствор будет отнимать воду у клеток, объем их

26

уменьшается, длина полоски также уменьшается. Если осмотическое давление наружного раствора будет меньше сосущей силы ткани, то клетки будут насасывать воду из раствора, увеличиваться в объеме, длина полоски будет увеличиваться. В том растворе, осмотиче-

ское давление которого равно сосущей силе ткани, длина полоски остается без изменения.

Ход работы. Из одномолярного раствора сахарозы, пользуясь мерной пробиркой и пипеткой приготовить по 10 мл растворов с концентрацией 1,0; 0,9; 0,8; 0,7; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1М (эти растворы используют и для выполнения второй работы).

Для приготовления раствора 0,9М надо взять 9 мл исходного раствора сахарозы и долить до 10 мл дистиллированной водой, для 0,8М – соответственно 8 мл сахарозы и 2 мл воды и т.д. Приготовленные растворы тщательно взбалтывают, пробирки располагают в штативе в порядке убывающей концентрации.

Из клубня картофеля вырезают одинаковые полоски длиной 4 см, толщиной и шириной 2 мм. В каждую пробирку помещают по 3 полоски и выдерживают их там 30 мин, периодически встряхивая. Это время используют для проработки рекомендованной литературы. Через 30 мин полоски вынимают, обсушивают и измеряют их длину на миллимеровой бумаге. Результаты вписывают в таблицу 5. Измерения начинают с большей концентрации.

Оформление результатов опыта

1) Результаты измерений внести в таблицу 5.

Таблица 5

Изменение длины полосок из мякоти клубня картофеля в растворах сахарозы разной концентрации

2) Для расчета величины сосущей силы взять концентрацию, при которой размер п о- лоски не изменялся. Расчет ведется по формуле: S = P = СRTi.

Результаты расчета записать.

Сосущая сила: свежего клубня__________________________атмосфер;

вялого клубня___________________________атмосфер.

3) Сделать выводы. У какого клубня сосущая сила выше? Объясните, почему?

27

30.Фотопериодизм растений. Его приспособительный характер. Группы растений по фотопериодизму. Значение фотопериодизма в практике растениеводства.

31.Термопериодизм и его значение в жизни растений. Значение термопериодизма в практ ике сельского хозяйства.

32.Солеустойчивость растений. Пути ее повышения.

33.Зимостойкость озимых хлебов. Типы повреждения растений в осенне-зимние-весенний период. Приемы повышения зимостойкости культур.

34.Две фазы закалки по И.И.Туманову и условия, необходимые для их прохождения.

35.Изменение физиологических и биохимических процессов при засухе. Завядание и его физиологическое значение.

36.Типы приспособления растений к недостатку воды. Особенности водообмена у ксерофитов и мезофитов.

37.Засухоустойчивость культурных растений. Пути ее повышения.

38. Физиология устойчивости растений к инфекционным заболеваниям и газоустойчивость.

РЕКОМЕНДУЕМАЯ ЛИТЕРАТУРА

Основная

1. Физиология и биохимия сельскохозяйственных растений : учеб. для вузов / Н. Н. Третьяков, Е. И. Кошкин, Н. М. Макрушин [и др.] ; под ред. Третьякова. –

2-е изд. – М. : Колос, 2005. – 656 с.

2.Кузнецов, В. В. Физиология растений : учеб. для вузов / Кузнецов В. В., Г. А. Дмитриева. – М. : Абрис, 2011. – 783 с.

3.Лебедев, С. И. Физиология растений : учеб. для вузов. – М. : Колос, 1982. – 544с.

4.Плешков, П. П. Биохимия сельскохозяйственных растений : учеб. для вузов. – М. : Агропромиздат, 1987. – 493 с.

Дополнительная

1.Панкратова, Е. М. Практикум по физиологии растений с основами биологической химии : учеб. для вузов. – М. : КолосС, 2011. – 175 с.

2.Практикум по физиологии растений : учеб. для вузов / Н. Н. Третьяков, Л. А. Паничкин, М. Н. Кондратьев [и др.]. – 4-е изд., перераб. и доп. – М. : КолосС, 2003. – 288 с.

3.Кошкин, Е. И. Частная физиология полевых культур : учеб. для вузов / Е. И. Кошкин, Г. Г. Гатаулина, А. Б. Дьяков [и др.] ; под ред. Е.И. Кошкина. – М. : КолосС, 2005. – 344 с.

4.Полевой, В. В. Физиология растений : учеб. для вузов. – М. : Высшая школа, 1989. – 463 с.

5.Якушкина, Н. И. Физиология растений : учеб. для вузов. – М. : Просвещение, 1993. –

302 с.

6. Царевская, В. М. Онтогенез цветковых растений : учеб. пособие для вузов / В. М. Царевская, М. В. Коваленко, под ред. Г. К. Марковской. – Кинель : РИЦ СГСХА, 2008. – 120 с.

7.Атабекова, А. И. Цитология растений : учеб. для вузов / А. И. Атабекова, Е. И. Устинова. – М. : Агропромиздат, 1987. – 244 с.

29