Способы заражения

При экспериментальном заражении животных изучаемый ма­териал вводят различными путями: накожно, подкожно, внутри-кожно, внутримышечно, внутривенно, через рот и в различные органы и ткани — головной мозг, слизистую оболочку, в дыха­тельные пути и др. Способ введения материала зависит от срод­ства возбудителя к определенным тканям организма (тропизма), а объем инокулюма - от метода его введения и вида животных (табл. 1).

Заражение через рот (per os) осуществляется путем добавления инфицирующего материала к корму или питьевой воде. Перед за­ражением животных не кормят в течение суток. Заражение можно производить с помощью зонда или эластичного катетера, шприца и иглы, сточенной под прямым углом или с оливой на конце.

Подкожное заражение проводят следующим образом. Двумя пальцами левой руки захватывают кожу и в образовавшуюся склад­ку вводят иглу (рис. 3). Проколов кожу, слегка меняют направ­ление иглы, чтобы после ее извлечения материал не выливался, затем вводят содержимое шприца, надавливая на поршень правой рукой, и быстро извлекают иглу, предварительно положив на нее вату, смоченную в спирте. Кроликам и морским свинкам подкож­ные инъекции делают на спине и животе, а крысам и мышам — на спине, у корня хвоста.

Основные способы заражения лабораторных животных
Путь введения инфекционного материала	Объем инокулюма, мл
	Мышь	Морская свинка	Кролик
В мозг	0,03 (новорож­денным — 0,01)	0,1 (трепанация)	0,2 — 0,3 (трепа­нация)
Внутрикожно	0,1-0,2	0,1-0,2	0,1-0,2
В брюшную полость	До 1,0 (новорож­денным — 0,03)	до 5,0	до 10,0
Внутривенно	до 1,0	до 2,0	до 5,0
Через нос	0,03-0,05	до 2,0	до 2,0
Подкожно	До 0,5 (новорож­денным — 0,03)	3,0-5,0	3,0-5,0
Внутримышечно	0,25 (новорож­денным — 0,03)	2,0	5,0
В переднюю камеру глаза	-	0,05-0,1	0,05-0,1
На скарифици­рованную рого­вицу	0,05-0,1		0,1-0,2

Таблица 1

Рис.3. Подкожное заражение морской свинки

Внутрикожное заражение требует более тщательного удаления шерсти животного. Кожу растягивают двумя пальцами левой руки и вводят тонкую иглу под острым углом отверстием кверху в повер­хностный слой эпидермиса так, чтобы конец ее просвечивал че­рез кожу. При правильном введе­нии жидкости появляется четко отграниченное возвышение, не исчезающее в течение 3 — 5 мин. Кожа над ним приобретает вид лимонной корочки. Внутрикожно вводят не более 0,1 — 0,2 мл жид­кости.

Накожное заражение — способ, при котором исследуемый матери­ал втирают стеклянной палочкой в неповрежденную или скари­фицированную кожу. Скарифи­кацию (насечки) делают скаль­пелем или специальным пером. Материал втирают в местах, не­доступных для слизывания (на спине, ближе к голове).

Внутрибрюшинное заражение проводят так, чтобы инфициру­ющий материал попал в нижний отдел брюшной полости слева.

При этом животное держат головой вниз, чтобы кишечник пере­местился к диафрагме. Кожу прокалывают иглой под острым уг­лом, затем устанавливают шприц по отношению к ней под пря­мым углом, прокалывают толчкообразным движением брюшную стенку и вводят содержимое шприца.

Внутривенное заражение может отличаться по методике, что зависит от вида животного. Кроликам инфицирующий материал вводят в краевую вену уха. Удалив шерсть вдоль наружного края уха, для лучшего кровенаполнения зажимают основание его, ра­стирают, поколачивают щелчками или смазывают ксилолом. Иглу вводят в вену под острым углом (рис. 4) по направлению тока крови, перед инъекцией сдавливание прекращают. При легком надавливании на поршень шприца жидкость свободно поступает в кровь. Если игла находится не в вене, жидкость поступает с трудом, образуя вздутие в месте введения. В таких случаях следует сделать второй укол ближе к основанию уха. Перед извлечением иглы вену сдавливают стерильной сухой ватой и не снимают ее до прекращения кровотечения.

Рис.4. Внутривенное заражение кролика

Мышам инъекции делают в хвостовые вены. Помощник дер­жит мышь и сдавливает корень хвоста. Для более полного кровена­полнения сосудов хвост погружают на 1 — 2 мин в воду, нагретую до 50 °С. Прокол лучше делать у основания хвоста, где сосуды расположены поверхностнее, а вены шире. Во время инъекции сдавливание у корня хвоста прекращают.

Морским свинкам материал вводят в вену на внутренней по­верхности бедра, предварительно разрезав и отсепарировав кожу. После инъекции на рану накладывают швы.

Внутрисердечное заражение по технике не отличается от взятия крови из сердца. Кролика или морскую свинку фиксируют, как описано выше, при этом голова животного должна находиться слева от экспериментатора. Шерсть с левой стороны груди вы­стригают, кожу дезинфицируют спиртом и иодом. Большим пальцем левой руки экспериментатор слегка надавливает на правую сторону грудной клетки животного, а указательным пальцем на­щупывает толчок сердца и одновременно определяет положение ребер. Иглу вводят в межреберный промежуток в месте толчка сердца перпендикулярно грудной клетке. Если игла находится в по­лости сердца, в шприц толчками поступает кровь. В случае неуда­чи иглу извлекают и делают прокол вновь, тщательно проверив локализацию толчка сердца (нельзя изменять направление иглы, не извлекая ее, так как можно повредить мышцу сердца). Затем место прокола дезинфицируют спиртовым раствором иода. Обыч­но после взятия большого количества крови животному вводят под кожу такое же количество стерильного ИХН.

Заражение через нос производят за защитным стеклом.. Материал вводят под наркозом (эфирным), для чего животных (крыс, мышей) помещают в плотно закрываемую банку, на дно которой помещают вату, смоченную эфиром. При оптимальном наркозе у животных наблюдается глубокое ритмичное дыхание. Материал вводят в каждый носовой ход при помощи шприца с надетой на него иглой или пастеровской пипетки. При неглубоком наркозе у животных сохраняется чихательный рефлекс, и материал может быть разбрызган, что создает опасность заражения эксперимента­тора. При слишком глубоком наркозе дыхание животных поверх­ностное, и материал не втягивается в носовые ходы.

Заражение в переднюю камеру глаза — нечасто применяемый способ. Животное фиксируют спиной кверху. В конъюнктивальную полость закапывают 1 — 2 капли 2%-го раствора новокаина или другого анестетика. Об анестезии глаза свидетельствует исчез-­ новение роговичного рефлекса. Помощник фиксирует голову кролика к поверхности стола на боку и тупым концом пинцета выво­дит глазное яблоко из глазницы со стороны ее внутреннего угла. Левой рукой захватывают глазное яблоко за конъюнктиву с помо­щью глазного пинцета, а тонкой иглой, находящейся в правой руке, прокалывают роговицу параллельно радужной оболочке.Иглу медленно продвигают к центру роговицы, пока в ее просвете не окажется жидкость. После истечения 2—3 капель жидкости на иглу надевают шприц и в переднюю камеру глаза вводят 0,05 —0,1 мл инфицирующего материала.

Заражение в мозг проводят с использованием различных жи­вотных. Мышей и крыс фиксируют большим и указательным паль­цами левой руки за кожу головы, а мизинцем и безымянным паль­цем — за хвост. Череп прокалывают иглой, надетой на туберкули­новый шприц, латеральнее средней линии после предваритель­ной обработки кожи 3%-м спиртовым раствором иода. Кроликам и морским свинкам материал вводят через суборбитальную бо­розду. Животных фиксируют, кожу освобождают от волос и обра­батывают 3%-м спиртовым раствором иода, прощупывают борозду, несколько смещают кожу и прокалывают кость у внутреннего угла глаза укороченной иглой (длиной 4—5 мм), направляя ее к срединной линии и вверх. Морских свинок и кроликов можно за­ражать также через трепанационное отверстие.

Иногда для увеличения вероятности выделения возбудителя одно и то же животное (взрослое или сосунок) заражают одно­временно двумя или тремя способами (в мозг, в брюшную по­лость, внутримышечно).

При определении результатов опыта животных, павших в те­чение 24 ч после введения материала, не учитывают (травмати­ческий отход).

Зараженных животных содержат в лаборатории или в специ­альном помещении, расположенном в отдалении от питомника. После заражения их помещают в клетки или высокие стеклянные банки, закрывающиеся сверху металлической сеткой. Помещение должно быть теплым и сухим. Особенно чувствительны к холоду мыши; морские свинки чувствительны, помимо холода, к повы­шенной влажности воздуха. Животные должны регулярно полу­чать пищу с достаточным количеством витаминов, воду; за их состоянием нужно систематически следить.

Следует помнить, что самка может поедать сосунков в том случае, если от них будет исходить запах (иода, спирта, рук экс­периментатора), а также при недостаточном количестве воды для питья и болезни сосунков. Поэтому при заражении сосунков сле­дует работать в перчатках и следить за постоянным наличием питьевой воды. Ежедневное наблюдение позволяет своевремен­но изъять заболевших животных для вскрытия и дальнейших ис­следований.