трансплантация / Transpl_4_2011_web

Рис. 2. Динамика показателей оксидативного стресса (FORT) и антиоксидантной защиты (FORD) у теленка 1 (а) и теленка 2 (б) после подключения осевого насоса

дативного равновесия в течение первых трех суток после постановки осевого насоса с постепенной их нормализациейможетбытьсвязаносишемией– реперфузией, развитием острофазного ответа на оперативное вмешательство и последующей адаптацией животного к эксперименту.

Результаты настоящего исследования позволяют сделать следующее заключение.

Измерение продукции активных форм кислорода и антиоксидантной способности крови позволяет производить прямую оценку напряженности оксидативного стресса у экспериментальных животных (телят).

Уздоровых животных показатели оксидативного равновесия отличаются от таковых у человека, что необходимо учитывать при интерпретации результатов экспериментальных и клинических исследований.

Утелят в условиях эксперимента при подключении осевого насоса наблюдается смещение оксидативного равновесия в сторону развития оксидативного стресса со снижением антиоксидантного потенциала. Максимальные изменения выявляются

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Иванов С.Г., Ситникова М.Ю., Шляхто Е.В. Роль ок-

сидативного стресса в развитии и прогрессировании хронической сердечной недостаточности: актуальность и возможность его коррекции // Кардиология СНГ. 2006. № 4. P. 267–270.

2.Иткин Г.П., Селищев С.В. Роторные насосы для искусственного и вспомогательного кровообращения // Медицинская техника. 2010. № 6. C. 39–45.

3. Конышева Е.Г., Кудинов В.Л., Дозоров К.Н. и соавт.

Стендовые исследования имплантируемого осевого насоса крови // Медицинская техника. 2010. № 6. C. 23–29.

4. Кунцевич Н.В. Возможности прямой оценки напряженности оксидативного стресса в клинической практике // Лаборатория. 2010. №1. C. 10–12.

5. Хубутия М.Ш., Шевченко О.П. Гомоцистеин при ко-

ронарной болезни сердца и сердечного транспланта-

та, М.: Реафарм, 2004, 272 с.

6.Шевченко О.П., Олефиренко Г.А., Червякова Н.В. Го-

моцистеин. М.: Реафарм, 2002, 46 с.

7.Шевченко О.П., Орлова О.В., Шевченко А.О. Церуло-

плазмин. М.: Реафарм, 2005. 46 с.

8.Abramson J.L., Hooper W.C., Jones D.P. et al.

Association between novel oxidative stress markers and C-reactive protein among adults without clinical coronary heart disease. Atherosclerosis. 2005. Vol. 178. P. 115–121.

9.Amir O., Paz H., Rogovski O., Barshai M. et al. Oxidative stress level correlates with clinical parameters in chronic heart failure patients // Clin. Cardiol. 2009. Vol. 32. P. 199–203.

10.Azzi A. Oxidative stress: A dead end or laboratory hypothesis // Biochem. Biophys Res. Commun. 2007. Vol. 362. P. 230–232.

11. Finkel T. Oxidant signals and oxidative stress // Curr. Opin. Cell. Biol. 2003. Vol. 15. P. 247–254.

12. Giordano F.J. Oxygen, oxidative stress, hypoxia and heart failure // J. Clin. Invest. 2005. Vol. 115. P. 500–508.

13. Gonenc A., Hacisevki A., Griffiths H.R. et al. Free radical reaction products and antioxidant capacity in beating heart coronary artery surgery compared to conventional bypass // Biochemistry. 2011. Vol. 76 (6). Р. 677–685.

14. Kapoor M.C., Ramachandran T.R. Inflammatory response to cardiac surgery and strategies to overcome it // Annals of Cardiac Anaestesia. 2004. Vol. 7. Р. 113–128.

15. Kohen R., Nyska. Oxidation of biological sistems: oxidative stress phenomena, antioxidants, redox reactions, and methods for their quantification // Toxicol Pathol. 2002. Vol. 30. P. 620–650.

16. Palmieri B., Sblendorio V. Oxidative stress detection: what for? // Part II. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2007. Vol. 11 (1). P. 27–54.

17. Palmieri B., Sblendorio V. Oxidative stress tests: overview on reliability and use // Part II. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2007. Vol. 11 (6). P. 383–399.

18. Song X., Throckmorton A.L., Untaroiu A. et al. Axial blood pumps. ASAIO. 2003. Vol. 49 (4). Р. 355–364.

19. Terman A., Brunk U.T. Oxidative stress, accumulation of biological «garbage» and aging. Antioxid Redox Signal. 2006. Vol. 8. P. 197–204.

20. Torri C. Oxidative Stress, Human Diseases and Biomarkers // Clinical Laboratory International. 2003. Vol. 27

(5). P. 28–29.

идействия ионизирующего облучения; определение степенииммуногенности, оценкабиосовместимости

ифункциональности девитализированных артерий.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объектом исследования выбраны внутригрудные артерии половозрелых свиней, выделенные в асептических условиях в течение 30 мин после забоя, при соблюдении всех правил биоэтики, в соответствии с «Европейской конвенцией о защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и других научных целей» (Страсбург, 1985). После препарирования и удаления излишков адвентиции сосуды трижды промывали охлажденным до 4 °С физиологическим раствором с добавлением антибиотиков (100 МЕ/мл пенициллина, 100 мг/мл стрептомицина, 6 мг/мл флуконазола). Артерии помещали в стерильные криостойкие контейнеры («Eurotubo, Deltalab», Испания), кото-

рые погружали в пары жидкого азота. После отогрева на водяной бане при 37 °С сосуды подвергали ионизирующему облучению по экспериментальному режиму. Облучение образцов проводили на базе Национального научного центра «Харьковского физико-технического института» на установке ЛУЭ-2000. Временной интервал от момента отогрева артерий до облучения не превышал 90 мин.

Ультраструктурусосудистойстенкиисследовали с помощью электронного микроскопа ПЭМ-125К (Россия) при ускоряющем напряжении 75 кВ.

Упругость сосудистой стенки определяли путем последовательного ступенчатого растяжения артерий на универсальном деформирующем устройстве

FP 100/1 (VEB TIW Rauenstein, Германия) с реги-

страцией прилагаемой нагрузки и соответствующегоейпоказателядеформации(рис. 1). На основеполученных данных высчитывали относительную деформацию сосудистой стенки по следующей формуле:

где L – первоначальная длина артериального сегмента; L1 – длина деформированного артериального сегмента при определенной нагрузке.

Рис. 1. Схематическое отображение измерения пластичности сосудистой стенки

Для оценки биосовместимости и степени иммуногенности выполняли имплантацию участка сосуда под кожу крысам линии Вистар. Операции производили под масочным эфирным наркозом. Сроки наблюдения – 3-и, 7-е сут, 2, 4 и 8-я нед. Оценивали выраженность клеточной инфильтрации извлеченных имплантов.

Для изучения функциональности и тромбогенности девитализированных артерий нами было выполнено 8 операций по протезированию сегмента брюшной аорты с использованием в качестве сосудистых графтов девитализированных артерий. Оперативные вмешательства выполняли беспородным кролям под инъекционно-ингаляционным наркозом при соблюдении всех правил биоэтики. Следует отметить, что антикоагулянты применяли только интраоперационноинеиспользоваливпослеоперационном периоде.

Вид и количество выполненных исследований приведены в табл.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

По данным электронной микроскопии, замораживание и последующий отогрев артерий свиньи приводят к значительному разрыхлению и очаговой десквамации эндотелия (рис. 2, а). В сохранив-

Таблица

Рис. 5. Упругость сосудистой стенки на этапах девитализации. Указаны средние значения. В группе нативных артерий данные приведены в виде: среднее значение ± стандартная девиация.

локон коллагена. Начальный этап деформации артерийхарактеризуетсязначительнымудлинениемпри малых нагрузках, что преимущественно связано со скольжением фибрилл относительно друг друга (вязкое течение). Следующий более крутой участок кривой характеризует удлинение волокон коллагена и является линейным (упругая деформация). Следует отметить наличие широкой вариабельности показателя упругости в группе нативных сосудов. При этом крутизна областей упругой деформации, характеризующая жесткость сосудистой стенки, сопоставима во всех исследуемых группах артерий. Показатели упругости артерий на этапах девитализациинаходятсявпределахвариабельностинативных артерий.

При оценке степени реакции на имплантированные под кожу участки артерий получены следующие данные.

К3-м суткам после имплантации в группе нативных артерий и артерий после замораживанияотогрева отмечается полный лизис собственных клеточных элементов сосудистой стенки и начало лейкоцитарной адгезии (рис. 6). Артерии после замораживания и облучения характеризуются замедленным лизисом оставшихся клеточных фрагментов, которые четко визуализируются на гистологических препаратах, что объясняется уплотнением соединительно-тканной структуры сосудистой стенки под действием облучения. При этом признаки лейкоцитарной реакции отсутствуют.

К7-м суткам нативные артерии характеризуются формированием массивного лейкоцитарного вала вокруг имплантата, отграничивающего сосудистую стенку от окружающих тканей (рис. 7). В группе артерийпослезамораживания/ отогреваотмечаетсяналичиечетковыраженнойлейкоцитарнойадгезиипреимущественно по внутренней поверхности сосудистой стенки и формирование очагов инфильтрации в сосудистой медии. В группе замороженных и облученных артерий инфильтрация сосудистой стенки и окружающих тканей отсутствует, при этом собственные клеточные фрагменты не визуализируются.

Через 2 недели после имплантации в группе нативных артерий отмечается сохранение массивного лейкоцитарного вала (рис. 8). Артерии после замораживания / отогрева характеризуются наличием очагов инфильтрации сосудистой стенки и прилегающих тканей. В группе замороженных и облученных артерий острые клеточные реакции не наблюдались, инфильтрация сосудистой стенки и окружающих тканей отсутствует.

Через 4 недели отмечается сохранение выраженной лейкоцитарной реакции окружающих имплант тканей и прогрессирование инфильтрации сосудистой стенки (рис. 9). Артерии после заморажи-

вания / отогрева характеризуются формированием умеренной клеточной инфильтрации. В группе замороженных и облученных артерий инфильтрация не наблюдается. Отмечается формирование макрофагальных «островков» в сосудистой стенке.

Через 8 недель после имплантации в группе нативных артерий выявляется выраженное разволок-

нение коллагеновых и эластических волокон сосудистой стенки. Отмечается также умеренная макрофагальная реакция окружающих тканей реципиента. Сосудистаястенкаинфильтрированамакрофагами и фибробластоподобными клетками.

Артерии после замораживания / отогрева характеризуются склеротическими изменениями сосуди-

лось дольше, восстановление двигательных функций задних конечностей не наступало [9]. В другой серии опытов перевязывались обе подвздошные артерии в течение более длительного времени. При этом наступало только легкое ослабление функций конечностей и их похолодание, т. е. признаки нарушения кровоснабжения на периферии. Эти исследования показали, что паралич конечностей у животных был связан в наибольшей степени с ишемией спинного мозга, а не периферических нервов и самих мышц [17]. В дальнейшем пережатие брюшной аорты стало классическим приемом экспериментальной ишемии спинного мозга и получения паралича задних конечностей у животных [22]. Были подробно изучены механизмы происходящих деструктивных изменений в спинном мозге при пережатии аорты [18]. Учитывая вышеуказанные факты и данные литературы [17, 18, 22], нами был сделан вывод о наличии у прооперированного животного ишемического деструктивного поражения поясничного отдела спинного мозга, вызванного длительным пережатием брюшной аорты. В дальнейшем при выполнении оперативных вме-

шательств мы стремились пережимать аорту максимально дистальнее. При этом было установлено, что наложение атравматических клип ниже отхождения париетальной поясничной ветви (r. lumbalis aortae), которая располагается между почечными (aa. renalis) и нижней мезентериальной артериями

(a. mesenterica inferior), длительностью до 90 мин не приводило к развитию клинически значимых неврологических нарушений. В ближайшие часы после операции животные полностью восстанавливали двигательную активность, функции тазовых органов не нарушались. Приведенные данные позволяют сделать вывод о существенной роли r. lumbalis aortae в кровоснабжении поясничного отдела спинного мозга кроликов и отсутствии развитой сети коллатерального кровоснабжения. Несмотря на широкий литературный анализ, выявленные нами анатомические особенности кровоснабжения не были найдены в литературных источниках [8, 17, 18, 22].

Нами было выполнено 8 операций по протезированию сегмента брюшной аорты. 2 животных погибли в течение первых суток послеоперационного периода из-за острого тромбоза, вызванного гру-