биофизика мембран укр.

71

1.Фазовий розподіл. У цьому випадку розділення мембранних частинок відбувається відповідно до їх поверхневих властивостей. Для цього формують два або три шари водних розчинів різних полімерів, які не змішуються. Як приклад, можна навести суміші поліетиленгліколь – декстран, декстран – фікол. Мембранні компоненти розділяються у відповідності з їх спорідненістю до цих фаз. Фази можна підібрати так, щоб розділяти мембрани за їх поверхневим зарядом або гідрофобністю.

2.Неперервний електрофорез у вільному потоці. У цьому випадку розділення відбувається у відповідності з зарядом. Препарат неперервно вводиться у тонкий шар буферу.

3.Афінна адсорбція. Розділення базується на біоспецифічній взаємодії між мембранними компонентами і твердою фазою. З відкриттям моноклональних антитіл з’явилась можливість створення препаративних методик, які ґрунтуються на використанні специфічних антигенних компонентів для виділення мембран. Отримані антитіла можна ковалентно приєднувати до твердого носія і за їх допомогою здійснювати специфічне зв’язування відповідних мембран. Найчастіше цей метод використовують для виділення мембранних білків. Особливість методики – підбір таких умов елюювання, які б не викликали денатурацію білків.

4.Метод, який базується на використанні мікрогранул силікагелю. На долю плазматичних мембран припадає близько 1% загальної маси усіх мембран еукаріотичної клітини. Тому виділення препаратів чистих мембран пов’язано з певними складностями. Один з методичних підходів, який розроблений спеціально для виділення плазматичних мембран, базується на використанні мікрогранул силікагелю. Ці гранули міцно адсорбуються на зовнішній поверхні плазматичної мембрани інтактних клітин, потім фракція плазматичних мембран, які зв’язані з мікрогранулами, легко відділяється за градієнтом густини сахарози від інших мембран внаслідок більш високої густини гранул. Особливістю цього методу є те, що в препараті, який утворюється в ході експерименту, плазматична мембрана своєю внутрішньою поверхнею обернена до розчину.

Критерії чистоти мембранних фракцій. Найбільш об’єктивним критерієм чистоти виділеної мембранної фракції є присутність у ній якого-небудь унікального компонента, який міститься лише у цій мембрані або є в ній переважаючим. Як правило, такими компонентами слугують ферменти, які інколи називають маркерами. Зручними мембранними ферментами можуть бути специфічні рецептори. Якщо система, яку вивчають, добре охарактеризована, тоді про чистоту мембранної фракції можна судити за її білковим складом, який визначають за допомогою електрофорезу в поліакриламідному гелі за присутності додецилсульфату натрію.

Солюбілізація ліпідів. Ліпіди екстрагують з клітин або тканин за допомогою органічних розчинників або їх сумішей (ацетон, бутанол, ефір). Щоб зменшити ймовірність хімічної модифікації ліпідів, екстракцію краще проводити на холоді. Внаслідок того, що деякі компоненти ліпідів швидко руйнуються під дією кисню, екстракцію проводять в атмосфері інертного газу.

72

Екстраговану суміш ліпідів розділяють і аналізують різними методами: хроматографія на сефадексі, в тонкому шарі окису алюмінію, газорідинна хроматографія.

Суміш фосфоліпідів можна розділити методом тонкошарової хроматографії на силікагелі. У цьому випадку використовують азотнокисле срібло, яке взаємодіє з електронами подвійного зв’язку в жирнокислотному залишку. Більш ефективним методом встановлення структури окремих видів молекул фосфоліпідів є метод мас-спектроскопії, який проводять після обробки зразка фосфоліпазою С. Внаслідок гідролізу фосфоліпіди перетворюються на ацетилдигліцериди (АДГ), на що вказують окремі спектральні піки залежно від числа вуглецевих атомів (С-32, С-34, С-36 та ін.) у жирнокислотній частині. За допомогою фосфоліпази А2, яка вибірково гідролізує залишок жирної кислоти, можна потім методом газової хроматографії з’ясувати природу жирнокислотних залишків за різних положень.

Мембранні білки: структура та функції. Основна роль ліпідів у складі мембран полягає у стабілізації бішарової структури. Як вже зазначалось, білки мембран відрізняються за своїм положенням у мембрані. Мембранні білки, які контактують з гідрофобною ділянкою ліпідного бішару, повинні бути амфіфільними, тобто мати неполярний домен.

Отже, важливий момент використання методів для досліджень мембранних білків – способи їх прикріплення до мембрани:

1) зв’язування з білками, зануреними у бішар (рис. 10.1).

Як приклад, можна навести F1-частину Н+-АТФази, яка зв’язується з F0- частиною, зануреною у мембрану, білки цитоскелету;

Рис. 10.1. Приклад зв’язування з білками зануреними у бішар [6].

2) зв’язування з поверхнею бішару (рис. 10.2).

Ця взаємодія має електростатичну природу (наприклад, білок мієлину), або гідрофобну (наприклад, деякі поверхневоактивні пептиди). На поверхні деяких мембранних білків є гідрофобні домени, які утворюються завдяки особливостям вторинної або третинної структури. Ці поверхневі взаємодії можуть використовуватися як додаткові до інших взаємодій, наприклад, до трансмембранного заякорювання;

73

Рис. 10.2. Зв’язування з поверхнею бішару [6].

3) зв’язування за допомогою гідрофобного «якоря» (рис. 10.3).

Рис. 10.3. Прикріплення мембранних білків за допомогою гідрофобного «якоря» [6].

Ця структура, як правило, є послідовністю неполярних амінокислотних залишків (наприклад, у цитохромі b5). Деякі мембранні білки використовують, як якір, ковалентно зв’язані з ними жирні кислоти або фосфоліпіди;

4) трансмембранні білки (рис. 10.4).

Деякі з них пересікають мембрану лише один раз (наприклад, глікофорин), а інші – кілька разів (наприклад, лактозопермеаза, бактеріородопсин).

Рис. 10.4. Приклади трансмембранного розміщення мембранних білків [6].

Також для визначення методів дослідження білків мембран необхідно враховувати функціональну класифікацію мембранних білків, а саме: 1. ферментативні; 2. транспортні; 3. рецепторні; 4. каналоутворюючі; 5. ворітні; 6. структурні, а також їх класифікацію за локалізацією по відношенню до ліпідів: 1. інтегральні, 2. периферичні,

74

Відмінності між зовнішніми (або периферичними) і внутрішніми (або інтегральними) мембранними білками не задається однозначно способом їх прикріплення до бішару. Вони визначають лише відносну силу їх зв’язування.

На відміну від ліпідів, які легко виділити з мембран і дослідити, мембранні білки виділяються складніше, що суттєво ускладнює дослідження їх структури та функцій. Практично всі методи виділення мембранних білків базуються на розщепленні слабких зв’язків між білками і ліпідами.

Методи солюбілізації мембранних білків можна розділити на такі:

1)білки, адсорбовані на поверхні мембран, легко виділити розчинами з низькою іонною силою;

2)якщо білки приєднані до мембрани іонними зв’язками або якщо необхідною умовою зберігання їхньої структурної цілісності є наявність у середовищі достатньої кількості іонів, білки можна виділити, якщо видалити із середовища катіони (наприклад, за допомогою ЕДТА);

3)білки, які зв’язані електростатично, можна виділити за допомогою розчинів з високою іонною силою (0,5-1,2 М);

4)іноді можна використовувати різні денатуруючі агенти за високої концентрації (гуанідин, сечовина та ін.). Ці сполуки руйнують іонне оточення білків у мембранах, розщеплюють слабкі зв’язки. Недолік їх використання полягає у тому, що білки при солюбілізації інактивуються;

5)як попередню стадію розщеплення мембран, використовують обробку гідролітичними ферментами (наприклад, папаїн, трипсин, фосфоліпази);

6)для фрагментації мембран можна використовувати ультразвук;

7)детергенти, які є амфіфільними сполуками, зв’язуються гідрофобно з мембранними білками, полярні групи яких взаємодіють з водою.

Для фракціонування препаратів мембран використовують диференційне центрифугування.

Очищення мембранних білків. Для очищення інтегральних мембранних білків та одержання їх у біохімічно активній формі необхідні детергенти, які дозволяють солюбілізувати білки та зберігати їх у розчині. Для виділення інтегральних мембранних білків розроблено багато спеціальних методик, однак більшість схем очищення ґрунтується на хроматографічних і гідродинамічних методах, які використовують для розчинних білків. Це хроматографія на ДЕАЕцелюлозі, сефарозі або гідроксилапатиті, гель-фільтрація, центрифугування за градієнтом густини сахарози та ін. Дуже важливо зробити правильний вибір детергенту, оскільки саме детергент руйнує мембрану, займаючи місце ліпідів, які оточують той чи інший білок, та визначає стабільність білка в розчині.

Детергенти. Упродовж останніх десятиліть з’явилось багато різних детергентів. Класифікація: 1) іонні: а) катіонні (мають додатній заряд), б) аніонні (мають від’ємний заряд), в) цвіттер-іонні; 2) неіонні.

Неіонні детергенти – тритон, твіни. Аніонні детергенти представлені

холатом і дезоксихолатом натрію, а також найбільш широко використовуваним додецилсульфатом натрію. Він викликає дисоціацію білків на мономери, утворюючи з ними впорядковані комплекси. Ці комплекси легко розділяють за допомогою гель-електрофорезу.

75

Оптимально знайти такий детергент, який би не порушував вторинної і третинної структури мембранних білків, а лише б заміщував більшість або усі мембранні ліпіди, які контактують з гідрофобними ділянками білкової молекули. Кінцевою метою солюбілізації є вбудовування білка в детергентну міцелу. Далі очищення полягає у розділенні цих білково-детергентних комплексів. Одна з проблем – підбір оптимальних умов солюбілізації досліджуваного білка. Детергенти, які денатурують білки (наприклад, ДСН), не підходять для вирішення цього завдання. Деякі детергенти недостатньо ефективно руйнують мембрани і утворюють білоквмісні змішані міцели.

Були спроби вибору необхідного детергенту за допомогою одного параметра, який називається гідрофільно-ліпофільний баланс (ГЛБ).

Цей параметр змінюється від 1 до 20. Значення ГЛБ детергенту можна використовувати для передбачення його поведінки у біологічних системах: у діапазоні 12,5-14,5 – найбільш ефективні розчинники інтегральних мембранних білків. Однак з’ясувалось, що пошук оптимальних детергентів для певного мембранного білка потребує врахування багатьох факторів, внаслідок чого він повинен супроводжуватися емпіричною перевіркою.

Параметри, які характеризують здатність детергентів до міцелоутворення: 1 – критична концентрація міцелоутворення (ККМ); 2 – число агрегації.

ККМ – це та концентрація, за якої детергент починає утворювати міцели. Число агрегації показує, скільки молекул детергенту припадає на одну

міцелу.

Видалення детергенту: діаліз, гель-фільтрація, сильне розведення солюбілізату, адсорбція детергенту на гідрофобних полімерах.

Необхідно враховувати:

1) максимальну солюбілізацію досліджуваного білка.

Критерієм є перехід білка в супернатант після центрифугування, при якому відбувається осадження мембрани (наприклад, після центрифугування при 100 000g 1 годину);

2) солюбілізацію білка у потрібній формі.

Як правило, це стосується збереження його ферментативної активності. Іноді використовують спектральні характеристики або наявність білкових асоціатів. Крім того, необхідною умовою є стабільність білка після солюбілізації. У деяких випадках для підтримання біохімічної активності разом з детергентом додають екзогенні фосфоліпіди. Для стабілізації білка після солюбілізації також додають гліцерол (цей підхід використовують у випадку розчинних білків). Іноді використовують інгібітори протеаз і проводять солюбілізацію за умов, які зводять до мінімуму ймовірність протеолітичного розщеплення білків;

3) ймовірність використання детергента за цієї методики.

У першу чергу необхідно враховувати заряд детергенту (іонообмінна хроматографія), властивості конкретного значення рН (наприклад, солі жовчних кислот часто випадають в осад при рН<8), розмір міцел детергенту, ККМ. Ці останні параметри особливо важливі: детергенти з низькою ККМ

76

утворюють великі міцели. Вони не видаляються при діалізі або ультрафільтрації через низьку концентрацію мономерів детергенту. З практичної точки зору це означає, що якщо концентрувати білок за допомогою ультрафільтрації, тоді буде зростати і концентрація детергенту з низькою ККМ, що може призвести до денатурації білка. Тому переважно використовують детергенти з високими ККМ (наприклад, октилглюкозид, солі жовчних кислот, цвіттеріонні детергенти). Цінними є полістиренові смоли, наприклад, біобідз SM-2. Вони вибірково зв’язуються з детергентами типу тритон Х-100, видаляють їх з розчину (отже, можна обійтися без діалізу). Необхідно врахувати ще один фактор – поглинання світла детергентом: деякі детергенти поглинають у ближній УФ-ділянці, що унеможливлює визначення концентрації білка за вимірюванням оптичної густини при довжині хвилі 280 нм.

Білки. Периферичні білки вивільняються під час промивання мембрани буферними розчинами з низькою іонною силою та буферними розчинами з високим або низьким значенням рН за присутності хелатуючих агентів (ЕДГА), які зв’язують двовалентні катіони. Можна проводити розділення за допомогою пертурбуючих білків, так званих хаотропних агентів, які виявляють достатньо сильну дію, щоб зруйнувати білок-білкові взаємодії, хоча денатурації білків у цьому випадку не відбувається. Дія хаотропних агентів обумовлена, головним чином, послабленням гідрофобних взаємодій між компонентами мембрани.

Для вивільнення інтегральних мембранних білків необхідно використовувати детергенти або органічні розчинники. Детергенти руйнують ліпідний бішар і, як вважають, зв’язуються з гідрофобними ділянками мембранних білків, які контактують з гідрофобною частиною бішару.

Методи хроматографічного аналізу при розділенні білків мембран.

Периферичні білки, виділені з мембран, подібні за властивостями до звичайних водорозчинних білків. Їх можна фракціонувати за допомогою стандартних прийомів, які базуються на відмінності білків за розміром, зарядом, специфічності взаємодії з лігандами. Складніше вивчати мембранні білки.

Розділення за розміром. Якщо білок, який вивчається, стабільний, тоді фракціонування можна почати з гель-фільтрації у водному буфері, який містить детергент за концентрації, що дорівнює, або перевищує ККМ. Інтегральні білки, оточені мономолекулярною «шубою» детергенту, можуть мати масу, яка перевищує ту, що відповідає амінокислотній послідовності. Для колонкової хроматографії прийнято використовувати крупнопористі носії – сефароза, агароза, поліакриламід. Недоліки: можуть виникнути складності у зв’язку з агрегацією білків або їх незворотною адсорбцією на хроматографічних носіях. Ефективність початкових етапів фракціонування залежить, перш за все, від правильного вибору детергента. Якщо є ймовірність незворотної адсорбції білка, тоді можна спробувати замінити носій. Носії на основі поліакриламіду, як правило, більш інертні. Їх можна використовувати як з м’якими, так і з жорсткими (денатуруючими) детергентами.

Якщо процес очищення лімітується кількістю білка і часом його фракціонування, найбільш оптимальним є застосування хроматографічних

77

систем, які базуються на принципах швидкісної рідинної хроматографії білків (ШРХ) та високоефективної рідинної хроматографії (ВЕРХ). Великий вибір носіїв, головним чином, на основі силікагелю та синтетичних полімерних матеріалів, дозволяє розділяти білки з молекулярною масою від 500 до 2 107. При розділенні необхідно враховувати значення рН (особливо, рН>8 і pH<6).

Розділення за зарядом. Іонообмінна хроматографія. Для виділення мембранних білків можна використовувати класичні іонообмінні системи. Найбільш популярні слабкозаряджені ДЕАЕта КМ-іоніти (на основі целюлози і декстрану). Якщо їх використовувати за присутності детергента, тоді потрібно впевнитись, що він не перешкоджає взаємодії білка з адсорбентом. Ефективність очищення залежить від властивостей білка: якщо білок гідрофільний, можна підібрати умови, за яких він буде міцно зв’язуватись з іонітом. Білки, які занурені у бішар, після солюбілізації щільно оточені детергентною оболонкою, тому менш ймовірна взаємодія із зарядженим адсорбентом.

З урахуванням цього ДЕАЕ-колонки, як правило, зрівноважують буфером низької іонної сили (наприклад, 0,1 М трис-НСl або фосфатним буфером), що містить детергент (0,1%) при рН 6,5–8,0. Елюювання проводять сольовими розчинами зростаючих концентрацій (0-1 М NaCl або КCl), які також містять детергент. КМ-сорбенти, як правило, зрівноважують при слабкокислих рН (5,5– 7,0), а для елюювання найчастіше використовують розчини з градієнтом рН, а не солі.

Для ВЕРХ отримані іонообмінні силікагелі та синтетичні смоли з різними розмірами пор. Вони ефективніші, ніж носії для гель-фільтрації. Ще одним носієм, використання якого виявилось успішним для дослідження мембранних систем, є гідроксилапатит.

Ізоелектричне фокусування. Для мембранних білків також характерна відмінність за ізоелектричними точками. Цю властивість можна використовувати для ефективної очистки білків методом ізоелектричного фокусування. Білки мігрують під дією електричного поля за градієнтом рН і коли певний білок досягає ділянки, що відповідає його ізоелектричній точці, його подальша міграція припиняється. Цим методом вдається досягти ефективного розділення компонентів.

Хроматофокусування. Цей перспективний метод очищення інтегральних білків подібний до ізоелектричного фокусування, але відрізняється тим, що градієнт рН формують не в буфері, а на нерухомому наповнювачі колонки. Наповнювачі стійкі в діапазоні значень рН від 3 до 12. Найчастіше використовують інтервал рН 5-9.

Гідрофобна хроматографія. В її основі лежить зв’язування білків з гідрофобними групами, ковалентно пришитими до носія. Адсорбція білків на носії, наприклад, фенілсефарозі, відбувається за рахунок гідрофобних взаємодій і посилюється за високих концентрацій солей, низьких рН. Потім проводять елюювання білка сольовими розчинами. Вихід препарату покращується при підвищенні рН. У деяких випадках цей метод може бути ефективним для

78

розділення інтегральних білків від периферичних. Ефективність модифікованого носія може знижуватися за присутності детергенту.

Рекомендована література:

1.Азнакаєв Е.Г. Біофізика: навч. посіб. – К.: Книжкове вид-во НАУ, 2005. – 308 с. (тема 7 «Фізичні методи дослідження внутрішньомолекулярних властивостей», стор. 103-115, тема 8 «Фізичні методи дослідження макромолекул і біологічних об’єктів», стор. 116-132).

2.Артюхов В.Г., Наквасина М.А. Биологические мембраны: структурная организация, функции, модификация физико-химическими агентами: учеб. пособие. – Воронеж: Изд-во ВГУ, 2000. – 296 с.

3.Барсуков Л.И. Как собрать мембрану (солюбилизация и реконструкция мембран) //

Сорос. образов. журн. – 2004. – Т.8, №1. – С. 10-16.

4.Биологические мембраны: Методы / под ред. Дж.Б. Финдлея, У.Б. Эванза. – М.:

Мир, 1990. – 424 с.

5.Болдырев А.А. Введение в биохимию мембран. – М.: Высшая школа, 1986. – 112 с. (глава 2. Выделение и методы исследования мембранных препаратов, стр. 31-54).

6.Геннис Р. Биомембраны: Молекулярная структура и функции. – М.: Мир, 1997. – 624 с. (глава 3. Мембранные белки: характеристика и структурные принципы, стр. 109-169).

7.Камкин А.Г., Киселева И.С. Физиология и молекулярная биология мембран клеток: уч. пособие. – М.: Изд. центр «Академия», 2008. – 592 с. (1.3. Белки мембран, стр. 21-30).

8.Кучеренко М.Є., Бабенюк Ю.Д., Войціцький В.М. Сучасні методи біохімічних досліджень: учб. посіб. – К.: Фітосоціоцентр, 2001. – 424 с.

9.Остапченко Л.І., Михайлик І.В. Біологічні мембрани: методи дослідження структури і функцій: навч. посіб. – К.: Видавничо-поліграфічний центр «Київський університет», 2006. – 215 с. (розділ 1. Особливості структури клітинних мембран і методи їх вивчення, §2.4. Очищення мембранних білків, стор. 33-70; §2.5. Реконструкція мембранних білків, стор. 71-88).

10.Ревин В.В., Максимов Г.В., Кольс О.Р. Биофизика: учебн. / под ред. А.Б. Рубина. – Саранск: Изд-во Мордов. ун-та, 2002. – 156 с. (глава 2. Биологические мембраны, §2.1. Методы исследования биологических мембран, стр. 26-32).

11.Рыбальченко В.К., Коганов М.М. Структура и функции мембран: Практикум. – К.: Вища школа, 1988. – 312 с. (глава ІІ. Обзор основных методов и методических подходов, используемых в исследовании мембранных структур, стр. 83-145).

12.Тихонов А.Н. Спиновые метки // Сорос. образов. журн. – 1998. – №1. – С. 8-15.

13.Шуба Я.М. Основи молекулярної фізіології іонних каналів: навч. посіб. – К.: Наукова думка, 2010. – 448 с.

Контрольні запитання для засвоєння матеріалу:

1.Які фізико-хімічні методи використовують для дослідження структурних компонентів біомембран?

2.Які фізичні методи найчастіше використовують для дослідження ліпідів біомембран?

3.Наведіть приклади детергентів, які використовуються для солюбілізації білків.

Самостійно розібрати такі теми:

1) «Використання спінових міток при дослідженні біомембран» (літ.: [6, 11]).

79

2) «Детергенти: використання для дослідження біомембран» (літ.: [6, 8, 10]).

Лабораторні роботи:

1)«Виділення плазматичних мембран клітин» (лабораторна робота №22. Виділення плазматичних мембран непосмугованих м’язових клітин; лабораторна робота №23. Визначення концентрації білка плазматичних мембран) (літ.: [10], стор. 216-225).

2)«Визначення ліпідного складу плазматичних мембран» (лабораторна робота №29. Виділення ліпідів плазматичних мембран клітин непосмугованих м’язів кроля; лабораторна робота №30. Фракціонування ліпідів методом тонкошарової хроматографії) (літ.: [10], стор. 254-257);

3)«Визначення білкового складу плазматичних мембран» (лабораторна робота №31. Проведення солюбілізації та отримання білкової фракції плазматичних мембран непосмугованих м’язів) (літ.: [10], стор. 257-260);

4)«Виділення загальних фракцій ліпідів» (лабораторна робота №36. Виділення загальної фракції ліпідів з мозку великої рогатої худоби) (літ.: [10], стор. 275-278).

80

Додаток.

«Орієнтовний навчально-тематичний план лекцій дисципліни «Біофізика мембран»

«Біофізика мембран» є дисципліною спеціалізації для підготовки фахівців за напрямом «біологія», який читається у VІI семестрі в обсязі 2 кредитів (за Європейською Кредитно-Трансферною Системою ЕСТS), а саме 72 год., з яких 34 год. аудиторних занять (лекції) і 38 годин самостійної роботи. Вивчення дисципліни підсумовується заліком.

Мета дисципліни спеціалізації «Біофізика мембран»: надати студентам фундаментальні знання про теоретичні і практичні завдання дисципліни, її місце та роль у комплексі біологічних та фізико-хімічних наук, зокрема, як важливого розділу біофізики; ознайомити студентів з базовими принципами фізико-хімічної організації біологічних мембран та біофізичними методами їх дослідження. Підготовка студентів-біофізиків в галузі мембранології є необхідною складовою як для більш глибокого розуміння молекулярної біології клітини в цілому, так і для молекулярної організації мембран та фізико-хімічних основ їх функціонування.

Завдання дисципліни:

1)сформувати уявлення про принципи сучасної організації та функціонування біомембран;

2)вивчити будову, молекулярну організацію та функціонування включених в мембрани компонентів;

3)дослідити взаємозв’язок структури та функцій основних компонентів біомембран;

4)з метою майбутньої фахової орієнтації надати студентам знання щодо сучасних тенденцій та можливостей застосування фізико-хімічних методів для дослідження мембран.

Предмет навчальної дисципліни «Біофізика мембран» охоплює вивчення фундаментальних основ фізичних і хімічних методів та особливостей їх застосування у дослідженнях структурних компонентів біомембран та взаємодій між ними. Під час вивчення дисципліни увага звертається на розуміння і практичне застосування вибраних методів у біофізиці.

Вимоги до знань та вмінь:

-засвоїти теоретичну частину експериментальних методів дослідження біологічних мембран;

-обирати фізико-хімічні методи для вирішення певної дослідницької задачі;

-оцінювати, якого типу інформацію можна отримати за допомогою того чи іншого методу;

-самостійно вивчати наукову літературу, яка містить результати з мембранології, отримані різними фізико-хімічними методами; інтерпретувати такі результати.

Студент повинен вміти застосовувати отримані знання для поглибленого засвоєння суміжних дисциплін спеціалізації, під час самостійної роботи знайомитись

зфаховою літературою, включаючи і періодичні видання, мати навики роботи з електронними засобами інформації.