7 Взятие смывов на кишечную палочку с рук медперсонала и медицинского оборудования.

Для бактериологического исследования поверхностей применяют метод смывов или метод отпечатков.

Метод смывов позволяет определить как присутствие жизнеспособных микроорганизмов на поверхности объекта, так и их количество на 1 см². Исследование микробной обсемененности предусматривает подсчет ОМЧ (общее микробное число) энтеробактерий, S. aureus, Pseudomonas aeruginosa.

Смывы берут с исследуемой поверхности ватным тампоном или марлевой салфеткой, удерживаемой пинцетом. Непосредственно перед взятием смыва тампон или салфетку смачивают стерильным физиологическим раствором и тщательно протирают им исследуемую поверхность. При исследование крупных объектов смыв берут с площади 1002200 см². Для этого целесообразно использовать специальные жестяные или проволочные трафареты. При исследовании мелких объектов смыв берут с поверхности всего предмета. Одним тампоном можно брать смыв с нескольких однородных мелких предметов. После взятия смыва тампон тщательно встряхивают в пробирке с определенным количеством стерильной жидкости (физиологического раствора или питательной среды – мясо - пепт бульон).

При исследовании на бактерий кишечной группы смывы засевают в среду Кесслер (глюкозо-пептонная среда с генцианвиолетом и лактозой) или 0,1% пептонную воду с последующим посевом на среду Эндо. Генцианвиолет необходим для подавления роста кокковой микрофлоры.

Метод отпечатков предусматривает непосредственный контакт плотной питательной среды с исследуемым объектом.

Один из вариантов - метод агаровой заливки по Сомову. Для этого стерильную  металлическую форму в виде слегка усеченною конуса устанавливают более узкой частью на ровную исследуемую поверхность стола или другого объекта и заливают 4 % МПА или средой Эндо. Среды предварительно растапливают и остужают до 45 °С. После застывания агара форму снимают, слой среды помешают отпечатком кверху в стерильную чашку Петри (без среды) и инкубируют в термостате. Через сутки подсчитывают общее количество выросших колоний, при необходимости микроорганизмы идентифицируют.

Другой разновидностью этого теста является метод мембранных фильтров.  Прокипяченный мембранный фильтр погружают в растопленную и охлажденную питательную среду (при температуре 60-65 °С), а затем покрытый слоем среды фильтр помешают на 2-3 минуты на исследуемую поверхность. После этого фильтр переносят на поверхность питательной среды в чашке Петри отпечатком вверх. После инкубации подсчитывают количество выросших колоний. Этот метод позволяет исследовать неровные поверхности.

Метод бакпечаток. Для отпечатков с поверхности нередко используют контактные чашки "бактотест" (так называемые бакпечатки). Это выполненные из пластмассы чашечки Петри малого диаметра (3,5 см), которые снабжены плотно закрывающимися крышками. Чашки "бактотест" заранее заливают доверху средой Эндо или другими плотными средами и закрывают крышками. Для взятия отпечатка снимают крышку и прижимают поверхность среды к исследуемому объекту. Затем вновь закрывают чашки ''бактотест" и инкубируют их в термостате.  С поверхности крупных объектов на один "бактотест" делают десять отпечатков (это соответствует площади 100 см².). При исследовании мелких объектов одним ''бактотестом" исследуют три объекта, при обследовании рук – делают отпечатки со всех пальцев.

.8) Проведение контроля за температурным режимом автоклава:

Предназначен для стерилизации перегретым водяным паром (под давлением). В микробиологических лабораториях используют автоклавы разных моделей (вертикальные, горизонтальные, стационарные, переносные).

Эффективность стерилизации зависит от правильного режима работы стерилизатора и плотности укладки. Количество стерилизуемого материала не должно превышать норм, указанных в соответствующих инструктивно- методических указаниях.

Процесс стерилизации паровым методом слагается из ряда этапов:

• Сначала водопаровую камеру заполняют водой, затем в стерилизационную камеру закладывают вещи, плотно закрывают крышкой, вводят в действие источник нагрева (или готовый пар), удаляют из камеры воздух, чаще всего вытесняя его паром;

• После этого доводят давление пара до заданного (по инструкции). Этот момент считается началом стерилизационной выдержки (экспозиции). При давлении пара (свыше атмосферного) 0,11 мПа (1,1 кгс/см²) и температуре 120±2°С выдержка должна быть 45 мин, а при давлении 0,2 мПа (2 кгс/см²) и температуре 132±2°С - 20 мин.

• По истечении выдержки стерилизация считается законченной. Давление в аппарате снижают путем выпуска пара. Паровой стерилизатор после окончания цикла стерилизации открывают, стерилизационные коробки вынимают и помещают на стол, покрытый стерильной простыней. Боковые отверстия в коробках после стерилизации немедленно закрывают. Второй простыней закрывают горячие коробки. Запрещается выдавать простерилизованный материал до его полного охлаждения. Срок хранения простерилизованного материала в стерилизованных коробках с фильтром - 20 сут, без фильтров - до 3 сут. В других видах упаковки (пергамент, бязь) также до 3 сут.

Все работающие паровые стерилизаторы должны периодически подвергаться техническому и бактериологическому контролю. При проведении контроля проверяют знание персоналом, работающим на стерилизаторе, его конструкции, правильность записи в журнале работы парового стерилизатора, а также санитарное состояние помещения, где расположен стерилизующий аппарат. Технический контроль осуществляют в соответствии с Правилами по эксплуатации и технике безопасности при работе на автоклавах. Проверку температурного режима проводят путем измерения температуры в стерилизуемом материале в начале или конце стерилизационной выдержки. В первом случае работу прекращают через 7 мин после начала выдержки, во втором - сразу после окончания стерилизации. Для предупреждения дополнительного прогрева материалов, находящихся в нижней части камеры, пар выпускают через трехходовой кран или через предохранительный клапан. Для измерения температуры используют максимальные термометры, которые закладывают в стерилизационные коробки внутри стерилизуемых вещей. В каждую коробку закладывают по 2-3 термометра (в зависимости от ее размера). Коробки с термометрами размещают в различных местах стерилизационной камеры. Отклонения в показаниях термометров допускаются на ±2°С по сравнению с температурой, при которой проводилась стерилизация.

Вопрос№9

Контроль за стерильностью материала проводится двумя способами.

прямой способ - бактериологический; посев с перевязочного материала и белья или использование бактериологических тестов. Посев производят следующим образом: в операционной вскрывают бикс, маленькими кусочками марли, увлажненной изотоническим раствором хлорида натрия, несколько раз проводят по белью, после чего кусочки марли опускают в пробирку, которую направляют в бактериологическую лабораторию. Для бактериологических тестов используют пробирки с известной спороносной непатогенной культурой микроорганизмов, которые погибают при определенной температуре. Пробирки вкладывают вглубь бикса, по окончании стерилизации извлекают и направляют в лабораторию. Отсутствие роста микробов свидетельствует о стерильности материала. Прямой метод используется для периодического контроля один раз в 7-10 дней. непрямой способ контроля стерильности материала применяют постоянно при каждой стерилизации: для этого используют вещества с определенной точкой плавления: бензойную кислоту (120°С), резорцин (119°С), антипирин (110°С). Пробирки с тугоплавким веществом помещают в центре у дна бикса и вверху бикса. В последнее время используют бумажный индикаторный контроль, цвет которого меняется от белого до фиолетового при температуре более 130-132°С. В сухожаровых стерилизаторах используют порошкообразные вещества с более высокой точкой плавления: аскорбиновую кислоту (187-192°С), янтарную кислоту (180-184°С), пилокарпина гидрохлорид (200°С), тиомочевину (180°С).

№10 Определение чувствительности бактерий к антибиотикам методом дисков.

Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата.

Исследуемую бактериальную культуру засевают газоном на питательный агар или среду АГВ в чашке Петри.

Среда АГВ: сухой питательный рыбный бульон, агар-агар, натрий фосфат двузамещенный. Среду готовят из сухого порошка в соответствии с инструкцией.

На засеянную поверхность пинцетом помещают на одинаковом расстоянии друг от друга бумажные диски, содержащие определенные дозы разных антибиотиков ( на чашку помещают не более 5 дисков). Посевы инкубируют при 37 °С до следующего дня. При корректном выполнении процедуры на фоне равномерного бактериального газона вокруг дисков образуются зоны подавления роста, имеющие округлую форму. Учет результатов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавления роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью.

№11 Чистая культура — это популяция микроорганизмов одного вида. Для выде­ления чистой культуры аэробов используют методы, основанные на: