Бут вирус лаб 3

Лабораторна робота 3

Тема: Використання лабораторних тварин  в вірусології.

Мета роботи: ознайомитись з  правилами відбору лабораторних тварин та методами їх зараження.

Хід роботи:

1. Ознайомитися з основними правила відбору тварин для зараження вірусмістким матеріалом.

Вибір тварин залежить від віруса, з яким працюємо.

Миші. Використовують білих (альбіноси сірої домашньої миші). Використовують інбредні лінії, вони мають особливості закріплені генетично, вони реагують на вірус рутинно.

Щури. Використовують альбіносів сірого щура інбредних ліній. Щури більш стійкі до певних інфекцій. Новонароджені використовуються для досліджень з пухлинами.

Хом’яки. Використовують сірійського золотого хом’яка, якого вже систематично розводять 25 років. Використовують новонароджених для вивчення вірусів пухлин.

Морська свинка. Для вірусологічних дослідів використовують вагою до 250 г.

Кролики. Бажано працювати з чистопородними, але вони чутливі до наркозу, інтрацеребральним ін’єкціям і інфекціям. Використовують до 2 кг.

Собаки. Для порівняльних дослідів використовують особини одної статі. Є собаки породи Бігль спеціально для лабораторних дослідів.

Мавпи. Для дослідів використовують індійські макаки-резуси (Macacus rhesus), філіпинські макаки, афріканські макаки.

Кури. Італьянська куропаточна (щеплення), леггорн, родлендер, віандот, суссекс, світла брама. Дорослі кури як донори для серологічних реакцій, для діагностики та випробування вакцин.

Генетичні якості тварин:

 Тварини змішаного походження;

 Виведені тварини;

 Інбредні лінії (в результаті послідовного спарювання брат-сестра або батьки-діти на протязі 20 нащадків);

 Однорідні гібриди F1. Висока ступінь гетерозиготності, яка характерна для кожного гібриду, пов’язана з генетичною одноманітністю, яка відповідає ступеню гомозиготності батьківських ліній;

 Мутанти. На першому плані стоїть окремий спадковий фактор, який часто обумовлює видиме відхилення від нормальної дикої форми.

Специфічні апатогенні лабораторні тварини. Термін «Spezifisch-pathogenfrei» вільний від специфічних патогенних збудників захворювань, але не від нерозпізнаних інфекцій. При дотриманні правил асептики новонароджених виймають методом кесарева розтину і підкладають до вільної від інфекцій годівниці. Матері цих діток повинні бути вільними від інфекцій, які передаються через плаценту.

Стерильні лабораторні тварини – гнотобіоти – макроорганізми, які не містять жизнездатних мікроорганізмів одного або деяких видів, які відомі досліднику. Існують два вида гнотобіотів: стерильні тварини і гнотофори. Стерильні тварини – макроорганізми, які не мають ніяких жизнездатних мікроорганізмів, які можна виявити. Гнотофори – макроорганізми, які є носіями тільки одного або деяких видів життєздатних мікроорганізмів, відомих досліднику. Стерильні лабораторні тварини утримуються в абсолютно стерильних приміщеннях і не вступають у контакт з живими мікроорганізмами. Повітря, водя і корм повинні бути абсолютно стерильні.

2. Вибрати методи зараження лабораторних мишей.

Методи зараження:

 Оральне (Per os) з кормом, з водою, через зонд, через катетер, шприц.

 Ректальне введення (per rectum) клізми вірусного матеріалу суспендованого в фізіологічному розчині з температурою тіла. Анальний отвір заклеюють лейкопластерем.

 Інтраназальне введення: тварин наркотизують ефіром, що викликає глибинне дихання та подразнення дихальних шляхів.

 Інгаляція у формі аерозоля.

 Перкутанне введення. Інфекційний матеріал втирається у непошкоджену депільовану шкіру стерильним інструментом. Часто не результативний.

 Кутанне введення. Інфекційний матеріал втирається у депильовану, скарифіковану шкіру у спину, ступню, бок, живот, грудь, сіменники (кролик).

 Інтракутанне.

 Субкутанне- ін’єкція під шкірну складку паралельно поверхні тіла.

 Інтрамускулярне

 Інтравенозне. Використовують наступні вени: хвостова – у миші та щура, вушна – у кроля (протерти ксилолом), вена крила – у кур, V.saphena parva – у собак, V.femoralis-у мавп.

 Інтракардиальне

 Інтраперитонеальне

 Інтраплевральне

 Інтрацеребральне

 Субдуральне

 Кон’юнктивальне

 Кореальне введення

 Інтраокулярне введення

 Інтратестикулярне.

3. Ознайомитися з методами отримання крові від лабораторних тварин.

Отримання крові з кінчика хвоста. На операційному столику зафіксувати на спині наркотизованого щура. Розігріти хвіст тварини шляхом занурення його в теплу (+350С) воду. Приготувати меланжер і ножиці. Витягнути хвіст з води, насухо витерти чистою ганчірочкою і обробити спиртом. Взяти ножиці і відсікти 5-10 мм кінчика хвоста. Стиснути основу хвоста двома пальцями і таким чином провести по шкірі хвоста до його кінчика. Краплю, що з'явилася, швидко набрати в меланжер до потрібної відмітки(наявність бульбашок повітря в капілярній частці меланжера неприпустимо).

Ознайомлення з методикою отримання крові з серця. Щуру дають ефірний наркоз. Наркотизованого щура фіксують до операційного столу на спину. Вистригають вовну в області серця і дезинфікують шкіру. Пальпаторно визначають місце верхівкового поштовху серця. Надягають голку на шприць і вводят її в крапку, яка лежить на 10 мм краніальніше від встановленого верхівкового поштовху і на 1-2 мм латеральніше від лівого краю грудини. Вводять голку перпендикулярно площині грудної клітки одночасно витягуючи поршень шприца на себе. При появі крові в шприці зупинити просування голки і набрати 3-5 мл крові.

Ознайомлення з методикою отримання крові з ретробульбарного синуса ока. Наркотизованого щура з попереднього досліду відв'язують і фіксують в лівій руці так, щоб захопити шкіру шиї як можна ближче до вух першими двома пальцями. Беруть пастерівську піпетку і під прямим кутом проколюють кон'юнктиву біля внутрішнього кута ока. Проводять піпетку на глибину 1-2 мм за очне яблуко. При правильному введенні, кров поступає в піпетку самопливом, а для узяття великої кількості крові, необхідно натягнути шкіру в області вік, щоб здавити яремні вени і підвищити тиск в синусі.

Ознайомлення з методикою отримання крові при декапітації тварин. Готується центрифужна пробірка з встромленою в неї воронкою. Наркотизованого щура з попереднього досліда беруть в ліву руку, а в праву "кравцеві" ножиці. Одним рухом проводять декапітацію тварини та збирають витікаючу кров в пробірку.

Отримання крові у кролика з кровоносної судини вуха. Зафіксувати тварину і ввести заспокійливий засіб, які викликають розширення периферійних кровоносних судин. Голять ділянку шкіри вуха кролика, використовуючи широке лезо скальпеля. Необхідно уникати пошкодження шкіри, підтримуючи вухо знизу вказівним пальцем. Ділянка вуха має бути продезинфікована перед проколом. Центральну артерію зазвичай легко проколоти по всій її довжини. Прокол потрібно робити як можна дистальніше, так, щоб пізніше можна було у разі потреби узяти наступні зразки крові. При заборі крові голка має бути зафіксована, її тримають твердо великим пальцем, щоб уникнути випадкового вилучення, якщо тварина почне рухатися. Пробірка для узяття крові може бути вставлена перед або після проникнення голки в артерію. Невелике обертання або рух кінчика голки може допомогти узяттю крові. Пробірка має бути нижче чим артерія, для кращого кровотоку. Пробірка має бути видалена перед вилученням голки. Придавити місце проколу ватою і видалити голку. Зупинка крові Потримати вату протягом декількох хвилин, використовуючи велику скріпку для паперів, яка має бути злегка розширена, щоб уникнути непотрібного здавлення на вухо.

Ознайомлення на фідеофільмі з методикою отримання крові зі стегнової вени у миші. Обладнання, яке потрібне для процедури: обмежуюча туба, лезо скальпеля, голка шприця, туба для збору крові і вата. Мишу фіксують в пластмасовій трубі з повітряними отворами в кінці. Лапка голиться у напрямку зростання волосся лезом скальпеля, поки не стане видна вена. Вена проколюється голкою. Кров збирається в тубу для мікрогематокрита.