Подготовка пациента и инструментария к спинномозговой пункции

1. Подготовка пациента

— проследите за опорожнением мочевого пузыря и кишеч­ника

— не рекомендуйте больному принимать пищу перед пунк­цией

— проведите успокаивающую беседу

2. Подготовка инструмента, медикаментов, стерильного материала

— вымойте руки и осушите их

— обработайте манипуляционный столик 3 % хлорамином

— выставьте на столик препараты:

1) этиловый спирт

2) 1 % иодонат

3) раствор новокаина в ампулах

4) клеол или лейкопластырь

— поставьте вниз лоток для сброса

— приготовьте стерильный бикс с целевой укладкой

— проверьте пригодность бикса по внешнему виду и дате стерилизации

— вымойте руки хирургическим способом с обработкой 0,5 % раствором хлоргексидина

— наденьте стерильные перчатки

— достаньте из сухожарового шкафа инструменты

— попросите помощника открыть бикс

— проверьте индикаторы стерильности

— выложите стерильную салфетку в стерильный почкооб-разный лоток для пинцета

— выложите стерильный материал и инструменты на сте­рильный лоток или крышку стерилизатора:

1) два анатомических пинцета

2) две иглы с мандренами для спинномозговой пункции

3) манометр для измерения давления ликвора

4) две стерильных пробирки

5) стерильный шприц для анестезии

6) стерильные шарики и салфетки

— накройте стол для пункции стерильной простыней

— ассистируйте врачу при проведении спинномозговой пун­кции

3. Положение пациента при пункции

— уложите пациента на стол на бок, спиной к врачу

— подложите валик под бок

— приведите бедра к животу

— пригните голову к груди и с силой удерживайте больного в таком положении

4. Уход за пациентом после пункции

— доставьте пациента на каталке в палату в положении на животе

— проследите, чтобы он два часа лежал на животе без по­душки

— порекомендуйте принимать пищу не ранее, чем через два часа после пункции

— обеспечьте постельный режим пациенту в течение 2-х суток

— давайте пациенту уротропин по 0, б х 2-3 раза в день течение 2—3 суток после пункции по назначению врача

Бактериологические исследования патологического

МАТЕРИАЛА НА ХОЛЕРУ.

Общие положения бактериологических исследований

1. В системе противохолерных мероприятий значительное место занимает бакте­риологический анализ, от правильности и своевременности проведения которого зависит характер и объем профилактических и противоэпидемических мероприятий.

2. Исследования проводят с целью:

выявления больных холерой и вибриононосителей:

• установления окончательного диагноза при вскрытии трупов лиц, умерших от подозрительного на холеру заболевания;

• обоснования выбора средств этиотропной терапии холеры;

• бактериологического контроля эффективности лечения больных холерой и вибриононосителей;

• бактериологического контроля объектов окружающей среды, в том числе поверх­ностных водоемов;

• бактериологического контроля эффективности обеззараживания в очаге инфекции.

Отбор и доставка материала на исследование

1. Материалом для бактериологического анализа могут служить испражнения, рвотные массы, желчь, трупный материал (отрезки тонкого кишечника и желчный пу­зырь); предметы, загрязненные испражнениями (постельное и нательное белье и др.); во­да, ил, гидробионты, сточные воды, содержимое выгребных туалетов; смывы с объектов окружающей среды, пищевые продукты, мухи и другие.

2. Материал от больного забирает медицинский персонал ЛПО немедленно после выявления больного и до начала лечения антибиотиками главный врач ЛПО несет ответ­ственность за правильность отбора, хранения и доставки проб в лабораторию.

Необходимо учитывать высокую чувствительность холерных вибрионов к дезин­фицирующим средствам и кислотам, возможность антагонистического действия сопутст­вующей микрофлоры и предполагаемую концентрацию возбудителя в исследуемом мате­риале.

Для отбора проб используют чистую стерильную посуду, не содержащую следов дезинфицирующих растворов. Стерилизацию посуды и других средств забора материала проводят автоклавированием, сухим жаром или кипячением в 2%-ном растворе пищевой соды.

Материал для исследования должен быть доставлен не позже чем через 2 ч после его взятия. В случае удлинения сроков доставки используют транспортные среды. Наибо­лее удобной и достаточно эффективной является 1%-ная пептонная вода (рП 8,4 ±0,1).

В пептонную воду в качестве ингибитора сопутствующей флоры может быть до­бавлен теллурит калия (далее - ТК) из расчета 1:100000 -1:200000 или моющее средство «Прогресс» в концентрации 0,1 - 0,2%. В отдельных случаях для транспортирования мате­риала могут быть использованы солевые консерванты.

На флаконах (пробирках) с пептонной водой, передаваемых в стационары для от­бора проб, должна быть этикетка или надпись с указанием названия среды и даты ее при­готовления.

Среды во флаконах или пробирках, закрытых ватно-марлевыми пробками, реко­мендуется хранить не более 7 суток при температуре не выше (10,0 ± 0,2)°С при условии сохранения их стерильности. Целесообразно обеспечение стационаров и групп забора проб средами в закатанных флаконах.

При наличии у больного диареи материал забирают до начала этиотропиой терапии в количестве 10-20 мл, у больных легкими формами - 1 - 2 г испражнений. От больных тяжелой формой материал направляют в лабораторию нативным и в 1%-ной пептонной воде. В транспортную среду вносят 1 - 2 мл или 1 - 2 г материала на 5 - 6 мл среды.

При вынужденном удлинении сроков доставки материала в лабораторию использо­вать полоски фильтровальной (промокательной) бумаги. Жидкими испражнениями про­питывают полоску обычной плотной промокательной бумаги или другого гигроскопичного материала и герметично упаковывают в пластиковый пакет для предохранения от вы­сыхания при транспортировании в лабораторию. На таких полосках холерные вибрионы выживают до четырех-пяти или более недель, пока сохраняется влага.

3. При обследовании на вибриононосительство материал забирает медицинский персонал ЛПО, в очаге - создают специальные группы по отбору проб, работающие под руководством врачей-эпидемиологов территориальных ЦГЭ.

Материал в количестве 1 - 2 г может быть доставлен на исследование нативным (не позднее 2 часов после забора материала), в 1%-ной пептонной воде или другой транспорт­ной среде (в случае удлинения срока доставки).

Способы отбора проб от больных холерой, вибриононосителей и контактных с ними лиц, секционного материала

1. Испражнения и рвотные массы в количестве 10-20 мл собирают в стерильную посуду стерильными ложками или стеклянными трубками с резиновой грушей из инди­видуального судна, на дно которого помещают меньший по размеру сосуд (лоток), удобный для обеззараживания кипячением.

Для взятия материала у больных с обильным водянистым стулом можно использо­вать резиновый катетер, один конец которого вводят в прямую кишку, а другой опускают в банку. Жидкие испражнения стекают в сосуд свободно или при легком массаже брюш­ной стенки.

Стерильный ректальный ватный тампон из гигроскопической ваты вводят в пря­мую кишку на глубину 5 - 6 см и собирают им содержимое со стенок кишечника. Тампон опускают во флакон или пробирку с 1 %-ной пептонной водой, обломив часть деревянно­го стержня.

Стандартную стерильную петлю из алюминиевой проволоки перед забором мате­риала смачивают стерильным 0,9%-ным раствором натрия хлорида и вводят в прямую кишку на 8 - 10 см. Взятый материал переносят во флакон или пробирку с 1%-ной пептон­ной водой.

2. Желчь берут при дуоденальном зондировании в ЛПО. В отдельные пробирки собирают две порции: из желчного пузыря и желчных протоков (В и С). Материал достав­ляют нативным.

3. От умерших с подозрением на холеру берут отрезки (длиной около 10 см) верх­ней, средней и нижней частей тонкой кишки. Разрез производят между двойными лигату­рами, предварительно наложенными на оба конца изымаемого участка кишечника. Желчный пузырь после перевязки протока извлекают целиком. Содержимое кишечника и желчь от трупа можно взять стерильным шприцем с толстой иглой в объеме до 10 мл и перенести в емкость с 1%-ной пептонной водой. Взятые образцы органов трупа уклады­вают раздельно в стерильные банки.

4. Банки, пробирки с материалом закрывают непромокаемыми пробками и перга­ментной бумагой. Все пробы этикетируют, укладывают в специально подготовленную для транспортирования металлическую тару, тщательно обрабатывают снаружи салфеткой, смоченной дезинфицирующим раствором, избегая затекания его внутрь, и перевозят на служебном транспорте с сопровождающим.

Методика забора материала на холеру.

1. Одеть противочумный костюм II - III типа.

2. Вскрыть бикс «не стерильно» и достать для работы:

- клеёнку 100Х100 см

- грушу резиновую

- салфетки

- ветошь

- карандаш, маркер по стеклу

- полиэтиленовые пакеты для упаковки

- полиэтиленовый мешок для транспортировки

- резинки

-направления для бактериологического исследования (бланки)

-штатив для пробирок

- ножницы, лигатуру, пластилин, лейкопластырь.

3. Вскрыть бикс «стерильно » и выставить на рабочий стол:

- 2 стерильные ёмкости (лоток)

- 2-4 стерильные банки широкогорлые с крышками или притёртыми

пробками (по 200 мл)

- 2-4 пробирки с ватным тампоном для взятия мазков из прямой кишки

- 2 стеклянные трубки (стерильные) с резиновой грушей

- 1 катетер резиновый

- 2-4 стандартные петли из алюминивой проволоки

- 2 - 0,9 % раствор NaCl в ампуле по 5 мл

-2 - 1 % пептонная вода во флаконе 50 мл

- 2 - ложки стерильные

4. Расстелить на полу около постели (кушетки) больного клеёнку.

5. Установить на клеёнку ёмкость для сбора рвотных масс, на дно которой поставить лоток для сбора рвотных масс.

6.Собрать испражнения и рвотные массы вколичестве 10-20 мл в стерильные банки ложкой стерильной или стеклянной трубкой с резиновой грушей. Стремиться не загрязнять внешнюю сторону банки.

7. Обработать руки в перчатках дезраствором.

8.Закрыть банки с отобранным материалом стерильными крышками и пергаментной бумагой, надеть резинки.

9. Сбросить используемый материал для забора в ёмкость для дезинфекции.

10. Промаркировать банки (пробирки) с взятым материалом маркером.

11.Обработать банки (пробирки) салфетками, смоченными в дезрастворе, избегать затекания дезраствора внутрь.

12. Заклеить место соединения горловины банки с пробкой лейкопластырем (по кругу).

13. Обработать руки в перчатках дезраствором.

14. Завернуть банку в вощёную бумагу или поместить в полиэтиленовый пакет. Пакет плотно завязать.

15. Поместить банку (пробирки в штативе) в металический бикс, на дно бикса укладываем ветошь, между банками тоже помещается ветошь.

16. Опечатать тару (бикс) с упакованным материалом (используем лигатуру, пластилин), фильтры на биксе дложны быть закрыты.

17.Поместиь бикс в полиэтиленовый мешок. Мешок опечатать.

18. Обработать руки в перчатках дезраствором.

19.Оформить напрвление на каждую пробу с указанием сведений о материале:

- Ф.И.О. больного

- наименование пробы

- дата и час забора материала

- предполагаемый диагноз

- получал ли больной до взятия материала антибиотики, какие, в каком количестве

- кто произвёл забор

- куда направляется материал

Оформление пишется карандашом, дезнфицируется методом погружения в дезраствор. Каждое направление помещается в отдельный пакет.

20. Отправить материал и направления в лабораторию нарочным на отдельно выделенном транспорте.

21. Снять ПЧК согласно Инструкции.

МИКРОСКОПИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ МАЗКА И ТОЛСТОЙ КАПЛИ КРОВИ НА МАЛЯРИЮ.

Условия забора материала (крови).

1. Кровь берут при первом подозрении на малярию независимо от температуры тела, но лучше во время лихорадки или сразу после озноба.

2. Исследуют периферическую кровь из мякоти ногтевой фаланги 4-го пальца руки.

3. От одного больного готовить не менее 10 препаратов , особенно для диагностики малярии с низкой степенью паразитемии (микроскопия серийных толстых капель).

4. Предметные стекла должны быть тщательно вымыты и обезжирены.

5. Шлифовальное стекло, которым делается мазок, должно быть уже предметного, на котором делается мазок.

Приготовление мазков крови:

1. Обработать место укола 96% этиловым спиртом и проколоть мякоть пальца стерильным скарификатором одноразового пользования,

2. Выступившую первую каплю крови снять ватой.

3. Повернуть палец проколом вниз, прикоснуться предметным стеклом к выступившей крови так, чтобы она оказалась на стекле на расстоянии 1,5 см. от края.

4. Положить стекло на стол и, придерживая за его края пальцами левой руки, правой рукой поместить шлифовальное стекло впереди капли под углом 30 - 45 градусов, а затем подвести его к капле крови.

5. Когда кровь растечется по краю шлифовального стекла, его быстро продвигают по предметному стеклу.

6. Просушить мазок при комнатной температуре, после чего в левом верхнем углу его сделать надписи простым карандашом (Ф.И.О. пациента).

7. Приготовленный мазок зафиксировать в метиловом спирте 3-5 минут или в смеси Никифорова 10 минут, для чего мазки уложить на стеклянный мостик из трубочек, положенный на края ванночки и фиксатор из пипетки наливать прямо на мазки.

8. Оставить мазки до полного испарения фиксатора.