2.3.6 Коагуляционная установка

Объем рабочей зоны W_ф:

W_ф= 0,025*Q*t_ф; (2.17)

где Q - расход сточных вод,

t_ф- продолжительность осаждения (2-3 часа).

W_ф= 0,025*25*2,5 = 1,56 м³.

По СНИП 2.03.04-85 выбираем прямоугольную камеру отстаивания с горизонтальным движением воды.

Характеристики камеры отстаивания:

глубина рабочей зоны – 1,5 м;

зона осадка (глубина) – 0,3 м;

гидравлическая нагрузка – 3 м³/(м²*ч).

Дозу комплексообразователя «Ферикс – 3» принимаем согласно табл. 55 [30]. Доза Fe₂(SO₄)₃= 45 г/м³.

Коэффициент растворимости при 20ºC, К_Fe2(SO4)3= 0,44.

Расход реагента в сутки:

n = (45*25)/0,44 = 2557 г/сут.

2.3.7 Установка обеззараживания сточных вод

Расчетную дозу активного хлора после полной биологической очистки следует принимать 3 г/м³ [30].

Количество гипохлорита кальция:

n_Ca(OCl)2= 3*142,8/40 = 10,71 г/м³

где 142,8 – г/моль - молекулярный вес гипохлорита кальция;

40 г/моль - молекулярный вес хлора.

В сутки потребуется:

25*10,71 = 267,75 г;

Количество осадка Qo, выпадающего после биологической очистки в контактных резервуарах, следует принимать – 0,5 л/м³ сточной воды, при влажности 98 %:

Qo= 0,5*25 = 12,5 л/сут.

2.3.8 Третичный радиальный отстойник

Общий расчетный объем отстойника при продолжительности отстаивания 1,5 часа:

м³; (2.18)

где Q_max– часовой приход сточных вод из аэротенков, м³/ч;

T– продолжительность отстаивания, ч (T= 1,5 часа),

V_общ3= 4,85*1,5 = 7,28 м³;

Так как количество отстойников должно быть не меньше трех рабочих, то принимаем N=3.

Объем зоны отстаивания V_з.о.:

N=V_общ3/V_зо; (2.19)

V_з.о.= 7,28/3 = 2,43 м³.

В аэротенке БПК снижается на 70-80%, т.е. на входе в третичный радиальный отстойник БПК будет:

L_a= 115*0,3 = 34,5 мг/л

В третичном радиальном отстойнике БПК снизится еще на 20%:

L_a= 34,5*0,8 = 27,6 г/л

Концентрация взвешенных веществ при эффекте осветления

Э = 50%:

В = 4,875/2 = 2,44 мг/л

Выбираем отстойник с параметрами, приведенными в таблице 4.

Таблица 2.4 – Параметры третичного радиального отстойника

Диаметр, м	Количество, шт	Фактический объем, м3	Фактическая продолжительность отстаивания, ч
2,5	3	12	1,8

2.3.9 Илоуплотнитель

Илоуплотнитель предназначен для уменьшения влажности, а следовательно, и объема избыточного активного ила. Продолжительность уплотнения – 10 ч.

Необходимый объем уплотнителя:

V_n=q_max*T; (2.20)

q_max= (П_max*Q)/(24*C); (2.21)

где q_max– максимальный расход активного ила;

П_max– концентрация избыточного активного ила.

П_max= 1,38*П_р; (2.22)

П_max= 1,38*53,76 = 74,2 г/л;

q_max= (74,2*25)/(24*4000) = 0,019 м³/ч;

V_n= 0,019*10 = 0,19 м³;

Нагрузка на зеркало уплотнителя:

q₀=q_max/N*π*R; (2.23)

где N– количество уплотнителя, принятое 0,017;

R– радиус отстойника, м;

q₀= 0,04/0,0017*3,14*11²= 0,0062 м³/(м²*ч);

Нагрузка находится в допустимых пределах для радиальных уплотнителей.

2.3.10 Характеристика воды

Состав сточной воды до и после очистки проводили в лаборатории Кармаскалинского ЛПУ МГ.

Таблица 2.5 - Характеристика воды до и после биологической очистки Кармаскалинского ЛПУ МГ

N, п\п	Наименование вещества	Ед. измер.	ПДКв	Фактический сброс загрязняющего вещества до биологической очистки	Фактический сброс загрязняющего вещества после биологической очистки
1	Взвешенные вещества	мг/л	10	9,75	7,43
2	Сухой остаток	мг/л	1000	591	401
3	Хлориды (Cl-)	мг/л	350	14,18	23
4	Сульфаты	мг/л	500	31	38
5	БПК	мг/л	3	23,8	2,89
6	Нефть и нефтепродукты	мг/л	0,3	0,11	0,09
7	Нитриты	мг/л	3,3	0,17	0,04
8	Нитраты	мг/л	45	14,02	26,4
9	Железо (по Fe)	мг/л	0,1	0,2	0,09
10	ХПК	мг/л	15	23	14,3
11	Ион аммония	мг/л	1,5	1,3	0,05
12	Фосфаты (по Р)	мг/л	0	0,22	0
13	СПАВ	мг/л	0,5	0,21	0,08

Таким образом, после внедрения в установку биологической очистки сточных вод Кармаскалинского ЛПУМГ коагуляционной установки, обеспечивается приемлемое качество воды для хозяйственно-бытовых нужд.

3 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЙ РАЗДЕЛ

На фоне кризиса состояния окружающей среды все большее значение приобретают способы биологической очистки нефтезагрязненных земель как наиболее эффективные и экологически безопасные.

Комплекс методов очистки грунтов с использованием метаболическогопотенциала биологических объектов называется биоремедиацией.

К преимуществам биоремедиации относят недеструктивный характер в отношении окружающей среды, возможность целенаправленного и дозированного применения технологии в нужном месте в нужное время, высокая скорость и эффективность усвоения и переработки микроорганизмами органических отходов и загрязнений, искусственно заданные характеристики процесса утилизации, учет индивидуальных особенностей загрязнений, почвенной микрофлоры и климата [31].

3.1 Выделение и активация аборигенных микроорганизмов

3.1.1 Идентификация аборигенных микроорганизмов

В качестве объекта исследования использовали нефтезагрязненный грунт, отобранный в районе Туймазинского месторождения (Республика Башкортостан).

Выделение чистой культуры проводили методом Коха путем высева на агаризованные питательные среды – мясо-пептонный агар (МПА) [32].

Метод заключался в следующем: проводили предварительную стерилизацию МПА в автоклаве в течение 30 минут при температуре 110ºC, давлении 0,2 МПа и стеклянной посуды в суховоздушном шкафу при температуре 160 ºC.

Нефтезагрязненный грунт в количестве 1 г вносили в пробирку с 9 мл водопроводной стерильной воды – это первое разведение (10^-1). Полученное разведение тщательно перемешивали стерильной пипеткой, отбирали 1 мл суспензии и переносили во вторую пробирку, получая второе разведение (10^-2). Таким же образом готовили последующее разведение (10^-3).

Высев на плотную среду проводили из двух последних разведений. В чашки Петри вносили 0,05 мл суспензии соответствующего разведения и распределяли стерильным стеклянным шпателем по поверхности среды.

Культивирование проводили в термостате в течение 3 суток при температуре 28-30ºC. Предварительную идентификацию типичных колоний микроорганизмов проводили по культурально – морфологическим признакам (рост на плотных средах, способность к спорообразованию, форма и размер клеток, окраска по Граму).

Рост на плотных средах: круглые колонии неправильной формы, выпуклые, пастообразные, цвет от грязно-белого до желтого.

Из полученной колонии выделили чистую культуру микроорганизмов. Морфологическую характеристику клеток бактерий изучали на микроскопе МИКМЕД – 2 с цифровой системой. Клетки имели форму прямых и слабоизогнутых палочек, подвижны.

Способность к спорообразованию осуществляли следующим образом:

суспензию 5-7 – суточной культуры аборигенных микроорганизмов в количестве 2 мл переносили в стерильную пробирку. Эту пробирку и пробирку с таким же объемом воды и термометром ставили на водяную баню. Режим пастеризации проводили в течении 10 минут при 80ºC. По прошествии этого времени суспензию высевали на поверхность скошенной среды МПА. Инкубирование проводили в термостате в течении 3 суток при температуре 28-30ºC [33].

В результате отмечали отсутствие спор; выделенная культура бактерий относится к неспорообразующим.

Для идентификации также провели окраску по Граму.

На одном обезжиренном стекле делали мазки разных микроорганизмов: в центре – мазок исследуемой культуры, слева и справа, соответственно, грамотрицательные микроорганизмы рода Pseudomonas и грамположительные микроорганизмы родаRhodococcus. Мазки высушивали на воздухе и фиксировали над пламенем горелки.

В течении 1-2 минут, мазки окрашивали карболовым генциановым фиолетовым, затем краситель сливали и обрабатывали раствором Люголя в течении 1-2 минут до почернения. Сливали раствор Люголя и обрабатывали препарат для обесцвечивания – 0,5 – 1,0 минут 96%-ным этиловым спиртом с добавлением йода (2 мл 10%-го спиртового раствора йода на 100 мл этанола).

Препарат промывали водой и дополнительно окрашивали водным фуксином в течении 1-2 минут. Краситель сливали, препарат промывали водой, высушивали и микроскопировали с иммерсионной системой [33].

Наблюдали красный цвет фуксина, что свидетельствует о грамотрицательном характере микроорганизмов.

В результате, штаммы бактерий предположительно являются представителями родов Pseudomonas.

Способность выделенных микроорганизмов использовать нефть в качестве единственного источника углерода определяли по методу лунки. В стерильной чашке Петри с твердой питательной средой Раймонда в центре вырезали лунку. В лунку вносили 2-3 капли нефти. Микроорганизмы высевали радиальными штрихами от лунки к периферии чашки. Чашки помещали в термостат строго горизонтально, не переворачивая. Через 5-7 суток отметили наличие роста по штриху в сравнении с контролем – ростом на среде без нефти [32], что указывает на их принадлежность к нефтеокисляющим бактериям.

3.1.2 Наработка суспензии аборигенных микроорганизмов

Наработку суспензии аборигенных нефтеокисляющих микроорганизмов проводили в колбах на 250 мл со средой Маккланга следующего состава:

дистиллированная вода – 1 л;

NaNO₃ – 2.0 г;

K₂HPO₄ – 1.0г;

MnSO₄ – 0.013 г;

MgSO₄*7H₂O – 0.5 г;

ZnSO₄ – 0.002 г;

pH среды доводим до 6,8-7,0.

В колбы вносили 1 г нефтезагрязненного грунта, отобранного в районе Туймазинского месторождения (Республика Башкортостан).

В качестве фактора роста использовали дрожжевой автолизат в количестве 0,05мл.В качестве единственного источника углерода и энергии использовали нефть Туймазинского месторождения в количестве 1% масс.

Культивирование микроорганизмов проводили на термостатированной качалке при частоте вращения 100 об/мин при температуре 28 – 30ºC в течение 3 суток.

Наработанную суспензию аборигенных микроорганизмов использовали для дальнейшего исследования биологического разложения нефти.

3.2 Биоремедиация нефтезагрязненных грунтов

На следующем этапе работы проводили изучение процесса биодеструкции нефти наработанной суспензией аборигенных микроорганизмов и известным углеводордокисляющим штаммом Rhodococcus erythropolis АС 1339 Д.

Для этого в 3 контейнера добавили по 99 г почвы и внесли по 1% масс нефти. В первый контейнер внесли наработанную суспензию в количестве 3% масс; во второй – монокультуру RhodococcuserythropolisAС 1339 Д в количестве 3% масс; третий контейнер служил контролем, без внесения микроорганизмов. Культивирование проводили в течение 5 суток при комнатной температуре. Влажность грунта в контейнерах составляла 60%.

О нефтеокисляющей способности микроорганизмов судили по убыли нефти. Содержание нефти определяли весовым методом [33], результаты расчета представлены в таблице 3.1 и на рисунке 3.1.

Таблица 3.1 – Расчет количества нефти

Название	Вес пустого бюкса, г	Вес бюкса с нефтью, г	Вес нефти, г
1	14,6981	15,2148	0,5167
2	15,4938	15,5938	0,1
3	15,6315	16,4986	0,8671

Рисунок 3.1 – Степень биодеградации: консорциум – аборигенные микроорганизмы; RQ– монокультураRhodococcuserythropolisAC1339 Д; контроль – без микроорганизмов.

Косвенно о степени биодеструкции судили по приросту нефтеокисляющих микроорганизмов. Численность микроорганизмов определяли по методу Коха путем высева на твердую питательную среду Раймонда [33].

Статистическая обработка данных проводилась в соответствии с методическими рекомендациями [34].

Таблица 3.2 – Прирост численности микроорганизмов, растущих на питательной среде Раймонда

№ №	Серия	Численность микроорганизмов, кл/г абс.сух.почвы
		Начальная	Конечная (через 5 суток)
1 2 3	Аборигенные микроорганизмы RhodococcuserythropolisAC1339 Д Контроль	(3 ± 0,1)*106 (1 ± 0,1)*106 (2 ± 0,3)*102	(5 ± 0,5)*107 (1 ± 0,2)*107 (3 ± 1,3)*103

Активированные аборигенные нефтеокисляющие микроорганизмы, разлагают нефть в среднем на 9-12% эффективнее, чем известный углеводородокисляющий штамм RhodococcuserythropolisAС 1339 Д.

3.3 Подбор стимуляторов роста нефтеокисляющих микроорганизмов

В качестве стимуляторов роста аборигенных нефтеокисляющих микроорганизмов, использовали: органический экстракт, полученный из активного ила; активный ил; избыточный активный ил (возраст 1 год); избыточный активный ил (возраст 5 лет).

Получение органического экстракта описано ниже.

Для проведения исследования готовились экстрагенты путем добавления к дистиллированной воде 25%-го гидроксида аммония. Добавления проводились до концентрации 10%-го раствора гидроксида аммония. Для этого в термостойком стакане смешивались навески:

40 мл 25% раствора гидроксида аммония + 60 мл дистиллированной воды. Затем, в колбу на 250 мл вносилась навеска – 10г подготовленной пробы избыточного ила, туда же наливали 100 мл 10%-го раствора гидроксида аммония и ставили для перемешивания на магнитную мешалку с подогревом на 30 минут. Подогрев производили до 60-70°С.

После 30 минут перемешивания полученную суспензию фильтровали для отделения иловой воды. Полученный фильтрат нейтрализовали фосфорной кислотой до нейтральной реакции (pH7,0).

Эксперимент проводили следующим образом: в 5 контейнеров добавили по 100 г почвы, вносили по 3% масс. нефти и по 3% масс аборигенных микроорганизмов (кроме контрольного контейнера).

В первый контейнер прилили 1% масс активного ила; во второй – 1% масс избыточного ила (возраст 1 год); в третий – 1% масс избыточного ила (возраст 5 лет); в четвертый – 1% масс органический экстракт, полученный из активного ила (5 мл).

Контролем служил контейнер без внесения микроорганизмов.

Культивирование проводили в течение 7 суток при комнатной температуре, поддерживая влажность грунта 60%.

Остаточное содержание нефти определяли методом ИК – спектрометрии на приборе ИКН – 025 [35].

Результаты представлены в таблице 3.3.

Таблица 3.3 – Содержание нефти, мг/дм³

№	Серия	Концентрация нефти, мг/ дм3
		Начальная	Конечная (через 7 суток)
1 2 3 4 5	Активный ил Избыточный активный ил (1 год) Избыточный активный ил (5 лет) Органический экстракт Контроль	26,7 26,7 26,7 26,7 26,7	4,1 6,9 5,3 2,3 20

Степень биодеградации представлена на рисунке 3.2.

Рисунок 3.2 – Степень разложения нефти: АИ – активный ил; ИАИ 1 год – избыточный активный ил, возраст которого 1 год; ИАИ 5 лет – избыточный активный ил, возраст которого 5 лет; ГВ – экстракт гуминовых веществ; контр – контроль, без микроорганизмов.

Как видно из рисунка, наибольшая степень биодеструкции нефти достигается при использовании органического экстракта в качестве стимулятора роста нефтеокисляющих микроорганизмов.

Вывод: аборигенные нефтеокисляющие микроорганизмы, выделенные из нефтезагрязненного грунта (Туймазинское месторождение, РБ) могут быть использованы для очистки нефтезагрязненных почв.

Использование органического экстракта в качестве фактора роста повышает степень биодеструкции нефти. Степень биодеструкции нефти без гуминового экстракта составляет 86,2%, с гуминовым экстрактом – 91,38%, что повышает эффективность разложения на 5,18%.