Экспериментальные группы животных:

Условия эксперимента	Количество животных
Интактные животные	n = 8
Животные с экспериментальным СД 1 типа	n = 8
Ложнооперированные интактные животные	n = 15
Ложнооперированные животные с экспериментальным СД 1 типа	n = 15
Животные с АлТц в портальной вене печени	n = 6
Животные с АлТц в паренхиме печени	n = 6
Животные с внутривенной АлТц	n = 4
Животные с АлТц в селезенке	n = 5
Животные с АлТц в семеннике	n = 5
Животные с АлТц под капсулой почки	n = 5
Животные с АлТц в костном мозге	n = 5
Животные с КсТц в портальной вене печени	n = 8
Животные с КсТц в паренхиме печени	n = 8
Животные с внутривенной КсТц	n = 4
Животные с КсТц в селезенке	n = 8
Животные с КсТц в семеннике	n = 5
Животные с КсТц под капсулой почки	n = 5
Животные с КсТц в костном мозге	n = 5

2.9. Исследование показателей углеводного обмена у кроликов с экспериментальным СД 1 типа до и после трансплантации.

2.9.1. Определение содержания глюкозы в цельной крови.

У всех групп кроликов еженедельно определяли базальный уровень глюкозы в крови глюкозооксидазным методом. Для этого цельную кровь брали из ушной вены и при помощи индикаторных пластинок "Гемоглан" и глюкометра Глюкофот – ІІ определяли содержание глюкозы.

2.9.2. Проведение внутривенного теста на толерантность к глюкозе.

Тест на толерантность к глюкозе проводили на 90 сутки после трансплантации ОПЖ неонатальных животных. Кроликам внутривенно вводили глюкозу, растворенную в стерильном физиологическом растворе в концентрации 0,5 г на кг массы тела животного [111, 304]. Измерения уровня глюкозы в крови проводили перед введением и на 15, 30, 45, 60, 75, 90 минуте после введения раствора глюкозы животным.

2.9.3. Измерение уровня гликозилированного гемоглобина в крови.

Содержание гликозилированного гемоглобина (HbA1c) в гемолизате крови экспериментальных животных определяли на 91 сутки после трансплантации фотометрическим методом при длине волны 540 нм и длине оптического пути 10 мм, используя стандартные наборы GHB 100 и HB 400 S (Lachema, Чехия).

2.9.4. Определение содержания глюкозы в моче.

Содержание глюкозы в моче определяли каждую неделю у всех групп животных, используя индикаторные пластинки "Глюкотест".

2.10. Идентификация трансплантата при использовании флуоресцентного полиметинового красителя DiOC18.

После получения ОПЖ неонатальных животных проводили их окрашивание флуоресцентным полиметиновым красителем DiOC18 в конечной концентрации 5 мкмоль/л и инкубировали в течение двух часов при температуре 37°С в термостате в атмосфере 5% СО₂, после чего дважды отмывали средой 199 и трансплантировали в паренхиму печени и в пульпу селезёнки кроликам с экспериментальным СД 1 типа.

На 3-й неделе посттрансплантационного периода проводили гепатэктомию и спленэктомию хирургическим способом. Выделяли фрагмент печени и селезёнки, несущий ксенотрансплантат, помещали в охлажденный стерильный физиологический раствор, отмывали от крови, затем помещали в 10 мл фосфатно-солевой раствор (рН=7,4), где измельчали ткань органа на микрофрагменты размером 2-3 мм³ и оставляли в течение 10 минут на шейкере при температуре 38°С, 120 rpm. Полученную надосадочную жидкость собирали в пробирку объемом 50 мл, стоящую на льду. После чего к микрофрагментам ткани печени и селезёнки добавляли 10 мл раствора коллагеназы типа IA концентрацией 2 мг/мл и помещали на шейкер при той же температуре на 10 минут, надосадочную жидкость собирали в ту же пробирку. Этот этап получения клеток повторяли трижды. Оставшуюся ткань печени и селезёнки ресуспендировали шприцом и фильтровали через нейлоновую сетку с диаметром пор >200 мкм, полученную суспензию клеток помещали в общую пробирку. Клетки отмывали от коллагеназы дважды 50 мл фосфатно-солевым раствором в течение 5 минут при 225g. Полученную суспензию клеток (3 мл) наслаивали на градиент ступенчатый градиент фиколла (1,040, 1,080, 1,089, 1,094 и 1,100 г/см³) по 1 мл каждого слоя, центрифугировали в течение 10 минут при 225g. После чего собирали фракции полученных клеток в отдельные пробирки и отмывали дважды от фиколла фосфатно-солевым раствором. Присутствие окрашенных клеток определяли цитофлуориметрическим методом, используя FACS. Из каждого полученного слоя помещали каплю суспензии клеток на предметное стекло и высушивали без доступа света после чего проводили исследования под флуоресцентным микроскопом при увеличении х 40. Микрофотосъёмку осуществляли на микроскопе Olympus XI71.