Добавил:
Опубликованный материал нарушает ваши авторские права? Сообщите нам.
Вуз: Предмет: Файл:

Литература / Руководство По Вирусологии

.pdf
Скачиваний:
762
Добавлен:
19.06.2017
Размер:
103.95 Mб
Скачать

2.4. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЖИВОТНЫХ

975

 

 

11.Herrewegh A.A., Smeenk I., Horzinek M.C. et al. Feline coronavirus type II strains 79-1683 and 79-1146 originate from a double recombination between feline coronavirus type I and canine coronavirus // J. Virol. — 1998. — V. 72. — P. 4508–4514.

12.Hohdatsu T., Okada S., Koyama H. Characterization of monoclonal antibodies against feline infectious peritonitis virus type II and antigenic relationship between feline, porcine and canine coronaviruses // Arch. Virol. — 1991. — V. 117. — P. 85–95.

13.Infectious diseases of the dog and cat // Craig E. Greene. — 4-th ed. — 2012. — P. 92–108.

14.Kipar A., May H., Menger S. et al. Morphologic features and development of granulomatous vasculitis in feline infectious peritonitis // Vet. Pathol. — 2005. —

V.42. — P. 321–330.

15.Lin C.N., Su B.L., Wang C.H. et al. Genetic diversity and correlation with feline infectious peritonitis of feline coronavirus type I and II: a 5-year study in Taiwan // Vet. Microbiol. — 2009. — V. 136. — P. 233– 239.

16.Paltrinieri S., Parodi C., Cammarata M. et al. Some aspects of humoral and cellular immunity in naturally occurring feline infectious peritonitis // Vet. Immunol. Immunopathol. — 1998. — V. 65. — P. 205–220.

17.Pedersen N.C. An overview of feline enteric coronavirus and infectious peritonitis virus infections // Feline Pract. — 1995. — V. 23. — P. 7–20.

18.Poncelet L., Coppens A., Peeters D. et al. Detection of antigenic heterogeneity in feline coronavirus nucleocapsid in feline pyogranulomatous meningoencephalitis // Vet. Pathol. — 2008. — V. 45. — P. 140–153.

19.Rohrbach B.W., Legendre A.M., Baldwin C.A. et al.

Epidemiology of feline infectious peritonitis among cats examined at veterinary medical teaching hospitals // J. Amer. Vet. Med.Assoc. — 2001. — V. 218. —

P.1111–1115.

20.Stoddart M.E., Gaskell R.M., Harbour D.A. et al. Virus shedding and immune responses in cats inoculated with cell culture-adapted feline infectious peritonitis virus // Vet. Microbiol. — 1988. — V. 16. — P. 145– 158.

2.4.1.6.3. Панлейкопения кошек

(см. пар. 1.2.1.3.9)

(Мухин А.Н., Непоклонова И.В., Раев С.А., Алипер Т.И.)

Панлейкопения кошек — высококонтагиозное вирусное заболевание, характеризующееся острым геморрагическим энтеритом, обезвоживанием организма и лейкопенией.

Этиология. Возбудителем панлейкопении кошек является парвовирус кошек (FPV —

feline panleukopenia virus) из сем. Parvoviridae рода Parvovirus. Генетически, структурно и антигенно FPV родственен парвовирусу песцов (BFP), вирусу энтерита норок (MEV) и парвовирусу собак (CPV-2).

Парвовирус кошек очень устойчив к неблагоприятным условиям внешней среды — может сохраняться в органическом материале более года при комнатной температуре, выдерживает нагревание до 56 С в течение 30 мин, не чувствителен к действию органических растворителей (эфиру, хлороформу). Однако многие детергенты и дезинфектанты (гипохлорит натрия, формальдегид и др.) инактивируют его.

Эпизоотология. FPV вызывает заболевание у всех представителей семейства кошачьих, а также у некоторых виверровых, енотовых и куньих, например енотов, панд и норок. Вирус панлейкопении кошек ограниченно реплицируется в организме собак в экспериментальных условиях, при этом CPV-2{a, b, c} может поражать кошек (CPV-2с был впервые выделен от леопардов и только потом от собак) [3, 7, 10, 11, 12, 14, 20, 21, 25, 26].

Парвовирус кошек очень контагиозен, наибольшую смертность от панлейкопении отмечают у котят 3–5-месячного возраста. Панлейкопения служит причиной 25% смертей котят этого возраста [5]. Вирус убиквитарен вследствие широкого спектра хозяев. Обычно кошки контактируют с FPV в первый год жизни. До 75% кошек старше года имеют АТ к парвовирусу. У большинства инфицированных животных не отмечается клинических признаков болезни. Невакцинированные котята, как правило, до 3-месячного возраста защищены колостральными АТ. Для заболеваемости панлейкопенией характерна сезонность, связанная с увеличением числа новорождённых котят в данный период [11, 12].

Снижение распространения панлейкопении среди бездомных кошек в последнее время, вероятно, может быть связано с применением живых аттенуированных вакцин против панлейкопении и выделением вакцинного вируса во внешнюю среду, что приводит к их иммунизации, а также с заражением кошек парвовирусом

976

Часть II. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ

 

 

собак, что приводит к перекрёстной защите от панлейкопении кошек.

Так как период выделения вируса во внешнюю среду короток, но высока его жизнеспособность, передача FPV от животного к животному в основном происходит через контаминированные предметы.

Вирус выделяется со всеми секретами животного во время активной стадии инфекции, но максимальная его концентрация в фекалиях. Обычно выделение вируса происходит 1–2 сут после появления клинических признаков болезни, однако вирус может выделяться с фекалиями и мочой до 6 мес. после выздоровления [7]. Вирус поддерживается в популяции кошек за счёт своей устойчивости, а не за счёт длительности вирусовыделения.

Встречается внутриутробное заражение котят FPV.

Патогенез. Как и всем парвовирусам, FPV для успешной репликации нужны клетки с высокой митотической активностью — лимфоидная ткань, костный мозг, эпителий слизистой оболочки тонкого кишечника [8].

Первичное размножение вируса происходит в лимфоидной ткани глотки через 18–24 ч после орального или назального заражения. Через 7 сут посредством виремии вирус распространяется по организму. Первые повреждения отмечаются в лимфоидной ткани, происходит некроз лимфоузлов, инволюция тимуса, снижается число Т-лимфоцитов.

Во время кишечной инфекции вирус размножается в клетках базального эпителия крипт тонкого кишечника, в результате его регенерация нарушается, и ворсинки укорачиваются [4]. Возникает диарея, что приводит к обезвоживанию, всасывающая функция кишечника нарушается. Секундарная бактериальная инфекция, вызванная грамотрицательной и анаэробной микрофлорой, — дополнительная причина повреждения кишечника, бактериемии, эндотоксемии и тромбоза [8].

Инфицирование кошек во время беременности вызывает гибель и мумификацию плодов, аборты, рождение котят с поражением ЦНС. Котята могут рождаться клинически здоровыми, но быть вирусоносителями [8].

Поражения ЦНС, включая мозжечок, спинной мозг, сетчатку, зрительный нерв, возникают вследствие размножения вируса или из-за септицемии, тромбоза и нарушения водно-со- левого обмена [2, 9].

FPV у котят может стать причиной миокардита и кардиомиопатии.

Клинические признаки. Не у всех инфицированных вирусом панлейкопении кошек возникают клинические признаки заболевания вследствие широкого распространения в кошачьей популяции АТ к вирусу. У взрослых животных, как правило, инфекция протекает субклинически. Проявление клинических признаков характерно для котят.

Болезнь может протекать остро или в виде хронической диареи и лейкопении.

При сверхострой форме болезни животные могут впадать в кому и погибать, как при отравлении, в течение 12 ч после появления признаков заболевания от септического шока, дегидратации, гипертермии.

Острая форма характеризуется диареей, часто с кровью, рвотой, повышением температуры тела до 40–41,6 С, угнетением, анорексией, наступающей через 3–4 дня после начала болезни. Рвота и диарея приводят к обезвоживанию. Возможны сыпь и кровоизлияния вследствие тромбоцитопении. К концу болезни животные крайне истощены, обезвожены, температура тела ниже нормы. Если в течение 5 дней не наступает гибели, животные, как правило, выздоравливают, но период выздоровления длится несколько недель [11].

Патологоанатомические изменения. Патологические изменения при панлейкопении максимально выражены в тонком кишечнике. Кишечник утолщён, гиперемирован, просвет заполнен слизью, иногда с кровью.

Гистологические изменения включают разрушение крипт, отшелушивание эпителиальных клеток и присутствие некротизированного клеточного дебриса в просвете кишечника. Клетки вершины ворсинки не повреждены в отличие от клеток базального эпителия крипт. Ворсинки укорачиваются.

Большинство гистологических изменений отмечается в тощей кишке, а изменения в две-

2.4. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЖИВОТНЫХ

977

 

 

надцатиперстной и подвздошной кишках менее выражены. Очаговые повреждения расположены вокруг лимфатических фолликулов

вподслизистой оболочке тонкого кишечника. Инфильтрация лимфоцитами наблюдается во многих тканях, одновременно происходит уменьшение их количества в лимфоузлах, пейеровых бляшках, селезёнке, с одновременным увеличением числа мононуклеарных фагоцитов.

Гистологические изменения в головном мозге включают разрушение эпендимальных клеток, выстилающих мозговые желудочки, и размягчение белого вещества подкоркового слоя мозга. В спинном мозге наблюдается дегенерация миелинового вещества нервных стволов [2, 27].

Для FPV-инфекции характерно наличие эозинофильных внутриядерных включений

взаражённых клетках.

Диагностика. Предположительный диагноз на панлейкопению кошек можно поставить на основании клинических признаков

илейкопении (число лейкоцитов снижается до 50 шт. — 3 тыс. кл./мл крови, при норме 3– 7 тыс. кл./мл). Однако лейкемия и поражение ЖКТ могут встречаться при других вирусных

ибактериальных инфекциях, например вирусной лейкемии кошек и сальмонеллёзе, поэтому для точной диагностики нужны лабораторные исследования.

Лабораторная диагностика панлейкопении кошек направлена на индикацию и идентификацию возбудителя или его нуклеиновой кислоты в фекалиях и выявление АТ к нему в сыворотке крови.

Парвовирус кошек обладает способностью агглютинировать эритроциты свиньи, зелёной мартышки, человека и др., однако РГА редко используется для обнаружения вируса в фекалиях вследствие непродолжительного периода выделения вируса у кошек.

Внастоящее время для индикации и идентификации вирусного антигена в фекалиях чаще используют ИФА, в том числе и твердофазный. Иммунострипы позволяют быстро и точно определить наличие парвовируса в фекалиях или мазке из прямой кишки с момента появления

первых клинических признаков и в течение 1–2 сут [1, 17].

ПЦР и ПЦР-РВ — высокочувствительные методы, позволяющие обнаружить ДНК FPV в фекалиях и тканях, а также дифференцировать панлейкопению от инфекции, вызванной CPV-2 [13, 15].

Изоляция вируса из патматериала в культуре клеток редко используется при лабораторной диагностике панлейкопении кошек.

Для обнаружения АТ к FPV используют РТГА, РН и ИФА. Исследуют парные сыворотки крови, взятые в момент появления клинических признаков и через 10–14 сут. Сероконверсия свидетельствует о парвовирусной инфекции [16].

Профилактика. Многолетняя практика вакцинации кошек против панлейкопении привела к значительному снижению числа случаев парвовирусной инфекции.

Для специфической профилактики панлейкопении применяют инактивированные и живые аттенуированные вакцины из штаммов FPV, как правило, входящие в состав поливалентных препаратов против инфекционных болезней кошек [22].

Котят вакцинируют с двухмесячного возраста двукратно с интервалом 3–4 нед. При применении инактивированных вакцин бус- тер-иммунизация необходима и позволяет получить напряжённый противовирусный иммунитет длительностью не менее года. Несмотря на то что живые вакцины индуцируют высокий уровень АТ у большинства кошек уже после первой вакцинации, для надёжной защиты всех животных всё же рекомендуется двукратная вакцинация [24].

Иммуногенность живых аттенуированных вакцин против панлейкопении кошек выше, чем у инактивированных, однако вакцинный вирус может выделяться с фекалиями и нельзя исключать возможность реверсии его вирулентности. Инактивированные вакцины лишены этого недостатка.

Несмотря на то что кошек рекомендуется прививать ежегодно, у многих животных уже после первичной вакцинации длительность иммунитета против панлейкопении может со-

978

Часть II. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ

 

 

ставлять 3 года и более, поэтому вакцинацию взрослых кошек рекомендуется проводить, предварительно проверив их иммунный статус в отношении FPV [6, 18, 19].

На эффективность вакцинации большое влияние оказывает наличие у котят материнских АТ против парвовируса. Котята получают АТ с молозивом от иммунных матерей, поэтому до 3-месячного возраста уровень АТ высок и способен препятствовать нормальной вакцинации, но при этом его может быть недостаточно именно для защиты от вирулентного вируса. Отсюда, зная иммунный статус котёнка, определяют оптимальное время для наиболее эффективной вакцинации против FPV.

Литература

1.Abd-Eldaim M., Beall M., Kennedy M. Detection of feline panleukopenia virus using a commercial ELISA for canine parvovirus // Vet. Ther. — 2010. —

V.10. — P. E1–E6.

2.Aeffner F., Ulrich R., Schulze-Rückamp L. et al. Cerebellar hypoplasia in three sibling cats after intrauterine or early postnatal parvovirus infection // Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. — 2006. — V. 113. — P. 403– 406.

3.Battilani M., Bassani M., Forti D. et al. Analysis of the evolution of feline parvovirus (FPV) // Vet. Res. Commun. — 2006. — V. 30. — P. 223–226.

4.Bauder B., Suchy A., Gabler C. et al. Apoptosis in feline panleukopenia and canine parvovirus enteritis // J. Vet. Med. B Infect. Dis. Vet. Pub. Health. — 2000. — V. 47. — P. 775–784.

5.Cave T.A., Thompson H., Reid S.W.J. et al. Kitten mortality in the United Kingdom: a retrospective analysis of 274 histopathological examinations (1986– 2000) // Vet. Rec. — 2002. — V. 151. — P. 497–501.

6.Chalmers W.S.K., Truyen U., Greenwood N.M. et al.

Efficacy of feline panleukopenia vaccine to prevent infection with an isolate of CPV2b obtained from a cat // Vet. Microbiol. — 1999. — V. 69. — P. 41–45.

7.Cotmore S.F., Tattersall P. Parvoviral host range and cell entry mechanisms // Adv. Virus Res. — 2007. —

V.70. — P. 183–232.

8.Csiza C.K., de Lahunta A., Scott F.W. et al. Pathogenesis of feline panleukopenia virus in susceptible newborn kittens. II. Pathology and immunofluorescence // Infect. Immun. — 1971. — V. 3. — P. 838– 846.

9.Foley J.B. Concomitant onset of central nervous system and gastrointestinal disease associated with panleukopenia in an adult feral cat // Feline Pract. — 1993. — V. 21. — P. 12–16.

10.Gamoh K., Shimazaki Y., Makie H. et al. The pathogenicity of canine parvovirus type-2b, FP84 strain

isolated from a domestic cat, in domestic cats //

J.Vet. Med. Sc. — 2003. — V. 65. — P. 1027–1029.

11.Greene C.E., Scott F.W. Feline panleukopenia // In: Infectious diseases of the dog and cat / Ed. C.E. Greene. — Saunders, 1990. — P. 291–299.

12.Hoelzer K., Shackelton L.A., Parrish C.R. et al. Phylogenetic analysis reveals the emergence, evolution and dispersal of carnivore parvoviruses // J. Gen. Virol. — 2008. — V. 89. — P. 2280–2289.

13.Horiuchi M., Yuri K., Soma T. et al. Differentiation of vaccine virus from field isolates of feline panleukopenia virus by polymerase chain reaction and restriction fragment length polymorphism analysis // Vet. Microbiol. — 1996. — V. 53. — P. 283–293.

14.Hueffer K., Parrish C.R. Parvovirus host range, cell tropism and evolution // Curr Opin Microbiol. — 2003. — V. 4. — P. 392–398.

15.Meurs K.M., Fox P. R., Magnon A.L. et al. Molecular screening by polymerase chain reaction detects panleukopenia virus DNA in formalin-fixed hearts from cats with idiopathic cardiomyopathy and myocarditis // Cardiovasc. Pathol. — 2000. — V. 9. — P. 119– 126.

16.Nakamura K., Ikeda Y., Miyazawa T. et al. Characterization of cross-reactivity of virus neutralizing antibodies induced by feline panleukopenia virus and canine parvoviruses // Res. Vet. Sci. — 2001. —

V.71. — P. 219–222.

17.Neuerer F.F., Horlacher K., Truyen U. et al. Comparison of different in-house test systems to detect parvovirus in faeces of cats // J. Feline Med. Surg. — 2008. —

V.10. — P. 247–251.

18.Norsworthy G.D. Questions efficacy of vaccinating cats at 3 year intervals // Amer. J. Vet. Res. — 1999. —

V.60. — P. 918–919.

19.Norsworthy G.D. Questions long-term immunity in cats // J. Amer. Vet. Med. Assoc. — 1999. — V. 215. —

P.316–317.

20.Parrish C.R. Host range relationships and the evolution of canine parvovirus // Vet. Microbiol. — 1999. — V. 69. — P. 29–40.

21.Sakamoto M., Ishiguro S., Mochizuki M. et al. Experimental infection of canine parvoviruses in cats // J. Jpn. Vet. Med. Assoc. — 1999. — V. 52. — P. 305–309.

22.Schultz R.D. A commentary on parvovirus vaccination // J. Feline Med. Surg. — 2009. — V. 11. —

P.163–164.

23.Scott F.W. Feline infectious diseases // In: Proceedings of the Feline Infectious Disease Symposium. — Washington, 1995. — 202 p.

24.Scott F.W., Geissinger C.M. Long-term immunity in cats vaccinated with an inactivated trivalent vaccine // Amer. J. Vet. Res. — 1999. — V. 60. — P. 652– 658.

2.4. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЖИВОТНЫХ

979

 

 

25.Steinel A., Parrish C.R., Bloom M.E. et al. Parvovirus infections in wild carnivores // J. Wildl. Dis. — 2001. — V. 37. — P. 594–607.

26.Truyen U., Parrish C.R. Canine and feline host ranges of canine parvovirus and feline panleukopenia virus: distinct cell tropisms of each virus in vitro and in vivo // J. Virol. — 1992. — V. 66. — P. 5399–5408.

27.Url A., Truyen U., Rebel-Bauder B. et al. Evidence of parvovirus replication in cerebral neurons of cats // J. Clin. Microbiol. — 2003. — V. 41. — P. 3801–3805.

2.4.1.6.4. Вирусная лейкемия кошек

(см. пар. 1.2.2.5.12)

(Раев С.А., Непоклонова И.В., Мухин А.Н., Алипер Т.И.)

Впервые вирус лейкемии кошек (FeLV — feline leukemia virus) был описан в 1964 г. Уильямом Джареттом и соавт., которые при помощи ЭМ обнаружили вирусные частицы на поверхности злокачественных лимфобластов кошки с лимфомой [9].

Этиология. Вирус лейкемии кошек принадлежит к сем. Retroviridae роду Gammaretrovirus. Оболочечный белок gp70 является группоспецифическим. АТ к этому белку являются вируснейтрализующими, что стало основанием для использования этого белка как основного компонента вакцин против вирусной лейкемии кошек. Ген полимеразы (pol) кодирует обратную транскриптазу (ревертазу), протеазу и интегразу; ген gag кодирует структурные белки вируса: главный капсидный белок р27, широко используемый в диагностике и р15 и р10, — белок нуклеокапсида, который ассоциирован с вирионной РНК [8].

На основе реакции нейтрализации, интерференции, способности размножаться в культурах клеток, а также на основании отличий в генетической последовательности поверхностного гликопротеина вируса FeLV был разделен на подгруппы: FeLV-A, FeLV-B, FeLV-C, а также FeLV-Т, причём патогенность подгрупп В, С и Т выше, чем подгруппы А. Вирусы одной подгруппы препятствуют суперинфекции (явление интерференции) другим вирусом той же подгруппы. Только FeLV-А обладает инфекционными свойствами и передаётся горизонтально от кошки к кошке в естественных условиях. Подгруппы В и С образуются de novo у FeLV-

инфицированных кошек при помощи мутаций

ирекомбинаций между геномом FeLV-A и геномом клетки, а также генами эндогенных ретровирусов, которые могут содержаться в ДНК кошки. Устойчивость животного по отношению к подгруппе A вируса определяет устойчивость к FeLV в целом [14].

Эпизоотология. Вирус лейкемии кошек распространен по всему миру среди популяции домашних и некоторых представителей диких кошек, однако степень его распространённости значительно варьирует. Распространение инфекции FeLV среди клинически здоровых кошек колеблется от 1 до 8%.

Среди больных различными заболеваниями кошек вирус лейкемии выявляется в 21% случаев. По своему происхождению такие болезни, как лимфома и лейкемия, в 75% случаев могут быть связаны с инфекцией FeLV. Инфицированность животных вирусом лейкемии в Цен- трально-Черноземном районе Российской Федерации достигает 12,6% [1, 2].

Вирус лейкемии кошек отмечается примерно одинаково у мужских и женских особей, несколько чаще у мужских. Также не выявлено отличий в заболеваемости у различных пород, за исключением дорогих пород, которые практически поголовно находятся в условиях, исключающих контакт с вирусом.

Приблизительно 1/3 всех смертельных случаев от злокачественных новообразований у кошек была связана с FeLV. Наиболее чувствительны к вирусу котята до 1 года. Случаи обнаружения вируса у кошек среднего возраста чаще всего связаны с латентной формой инфекции и возможностью её реактивации.

Распространение вируса происходит при контакте между кошками, выделяющими вирус,

ивосприимчивыми кошками. Передача вируса происходит прежде всего через слюну, где его концентрация может достигать 1 млн вирусных частиц в 1 мл. Также возможно трансплацентарное инфицирование плода [3].

Патогенез. После проникновения вируса в организм животного, которое обычно происходит ороназальным путём, вирус реплицируется в лимфоидной ткани ротовой полости

иглотки. Если иммунная система не способна

980

Часть II. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ

 

 

препятствовать репликации вируса, то репликация FeLV происходит в лимфоцитах и моноцитах. В ходе первой фазы виремии в плазме кошек выявляется свободный антиген FeLV — p27 при помощи ИФА. Далее вирус распространяется к органам-мишеням, таким как тимус, селезёнка, лимфоузлы и слюнные железы. В ходе этого периода животное выделяет вирус во внешнюю среду. Если виремия оканчивается

втечение нескольких недель или месяцев, то её называют транзиентной (длительность до 16 нед.). У части животных иммунная система способна препятствовать дальнейшему развитию виремии и полностью элиминирует вирус из организма, в дальнейшем такие кошки будут устойчивы к заражению FeLV [7].

Приблизительно через 3 нед. после заражения вирус инфицирует клетки костного мозга, вследствие чего повреждённые гемопоэтические клетки-предшественники продуцируют инфицированные гранулоциты и тромбоциты, которые циркулируют в организме животных. На этой стадии заболевания вирусный антиген выявляется в тромбоцитах и гранулоцитах при помощи метода флуоресцирующих АТ, направленного на обнаружение внутриклеточного антигена. Если инфицированы клетки костного мозга, то животное не способно полностью элиминировать вирус из организма, даже в том случае, когда развитие виремии остановлено, так как провирусная ДНК интегрирована в геном клеток костного мозга. В таком случае говорят о состоянии латентной инфекции. Латентная инфекция может быть выявлена культивированием клеток костного мозга (выделение вируса) или при помощи полимеразной цепной реакции (ПЦР). Под действием ряда факторов латентная инфекция может быть реактивирована, причём со временем эта возможность уменьшается [7].

Явление, при котором состояние виремии сохраняется более 16 нед., именуется персистентной виремией. У таких животных вирус постоянно реплицируется в костном мозге, селезёнке, лимфатических узлах и слюнных железах. Большинство таких животных умирают

втечение 3 лет [12].

Клинические признаки. FeLV может быть причиной разнообразных клинических при-

знаков. При развитии персистентной виремии наиболее часто встречаются иммуносупрессия, анемия и лимфомы различных локализаций. Иммуносупрессия может выражаться в виде атрофии тимуса, лимфопении, нейтропении, нарушения функций нейтрофилов, снижения уровня CD4+ и, что более важно, снижения уровня CD8+. Независимо от того, наблюдается развитие чётких клинических признаков или нет, у любого животного с FeLV-виреми- ей будет отмечаться подавление иммунной системы с задержками в развитии первичного и вторичного гуморального ответа. На фоне иммуносупрессии могут развиваться другие инфекционные заболевания с соответствующими клиническими проявлениями. При внутриутробном инфицировании котят возможно нарушение нормального течения беременности

ввиде рассасывания эмбриона, аборта и смерти эмбриона [10].

Диагностика. На сегодняшний день используется несколько коммерчески доступных ИФА-наборов и иммунострипов, направленных на обнаружение белка сердцевины FeLV p27. Для обнаружения p27-антигена в цитоплазме инфицированных клеток крови может быть использован метод РИФ.

МФА был первым тестом, разработанным для рутинного тестирования на FeLV в популяции кошек. Метод РИФ направлен на обнаружение внутриклеточного антигена p27

внейтрофилах и тромбоцитах периферической крови. Тест будет положительным только после вовлечения в инфекционный процесс костного мозга (после 3 нед. виремии). Прямой МФА может использоваться для подтверждения других исследований, а также с прогнозирующей целью.ПоложительныйрезультатРИФсвидетельствует о состоянии персистентной виремии [5].

Большинство тестов FeLV-ПЦР направлены на обнаружение провирусной ДНК-после- довательности генома вируса, интегрированной с геномом хозяина. Основное назначение ПЦР — использование её в случае подозрения на наличие латентной инфекции у кошек с лимфомами, при хронических воспалительных процессах десен и синдроме подавления активности костного мозга. При латентной ин-

2.4. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЖИВОТНЫХ

981

 

 

фекции, когда репликация вируса минимальна или вообще отсутствует, другие тест-системы, такие как ИФА и МФА, которые направлены на обнаружение вирусного антигена, отрицательны [4, 6].

Профилактика. Решение задачи по созданию вакцины против FeLV было сопряжено с рядом трудностей. Механизм защиты против FeLV, и особенно роль клеточного иммунитета, является не до конца изученным. Выработка нейтрализующих АТ к подгруппе А вируса является ключевым моментом, поскольку только эта подгруппа передаётся от одного животного другому в естественных условиях. Вакцинированные кошки, у которых происходит синтез вируснейтрализующих АТ к поверхностному гликопротеину gp70 FeLV подгруппы А, устойчивы к заражению вирулентным штаммом вируса [13].

Только выявление и устранение инфицированных животных позволяет эффективно влиять на распространение заболевания [11].

Первые вакцинные препараты против данного заболевания несли высокий риск анафилаксии. Опытные образцы инактивированных вирусных вакцин были не только неэффективны, но также увеличили тяжесть иммуносупрессии после контрольного заражения. Живые вирусные вакцины способствовали развитию иммунитета, но некоторые привитые котята имели клинические симптомы. Этот факт, а также опасность интеграции вируса в геном хозяина стали основанием того, что большинство исследований по вакцинации сосредоточились на использовании инактивированных и субъединичных вакцин [15].

Первая вакцина против вирусной лейкемии кошек была лицензирована в 1985 г. С того времени эта вакцина подверглась модификациям, кроме того, появилось несколько новых коммерчески доступных препаратов. В Европе лицензирован ряд инактивированных вакцин. К тому же разработана рекомбинантная вакцина, содержащая три гена FeLV, клонированных в вирус оспы канареек [15].

Определение эффективности подобных вакцин — предмет дискуссии. Многие из опубликованных исследований эффективности вакцин

проводились исключительно изготовителями, причём часть этих работ велась без одновременного изучения какой-либо другой вакцины. Кроме того, методы контроля антигенности и иммуногенности сильно варьируют в различных исследованиях, что также делает проблематичным их сравнительный анализ [15].

Отдельно стоит вопрос о методе определения иммуногенности вакцин против FeLV. Изза возрастной резистентности кошек к FeLV при контрольном заражении часто используют искусственное подавление иммунитета (например, глюкокортикоидными препаратами). Некоторых животных подвергали иммуносупрессии до интраназального инфицирования вирулентным штаммом вируса, другие подвергались парентеральному заражению высокими дозами вируса без подавления иммунитета. Сходность подобного контрольного заражения и контакта животного с вирусом в естественных условиях была подвергнута сомнению. В подобных условиях ни одна из имеющих лицензию вакцин не была на 100% эффективной. В других работах применялась иная схема контрольного заражения: животных контрольной и вакцинированной групп размещали вместе с FeLV-ин- фицированными животными. Этот тип контрольного заражения имеет ряд преимуществ, однако на данный момент единого стандарта проведения контрольного заражения так и не было принято [7, 15].

Литература

1.Федосов Д.В. Исследование ретровирусных инфекций кошек // В сб.: Молекулярная диагностика. — 2007. — М., 2007. — С. 111–115.

2.Dunham S.P., Graham E. Retroviral infections of small animals // Vet. Clin. North. Amer. Small Anim. Pract. — 2008. — V. 38. — P. 879–901.

3.Gomes-Keller M.A., Gönczi E., Tandon R. et al. Detection of feline leukemia virus RNA in saliva from naturally infected cats and correlation of PCR results with those of current diagnostic methods // J. Clin. Microbiol. — 2006. — V. 44. — P. 916–922.

4.Gomes-Keller M.A., Tandon R., Gönczi E. et al. Shedding of feline leukemia virus RNA in saliva is a consistent feature in viremic cats // Vet. Microbiol. — 2006. — V. 112. — P. 11–21.

5.Hardy W.D. Jr., Zuckerman E.E. Ten-year study comparing enzyme-linked immunosorbent assay with the

982

Часть II. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ

 

 

immunofluorescent antibody test for detection of feline leukemia virus infection in cats // J. Amer. Vet. Med. Assoc. — 1991. — V. 199. — P. 1365–1373.

6.Hofmann-Lehmann R., Huder J.B., Gruber S. et al. Feline leukaemia provirus load during the course of experimental infection and in naturally infected cats //

J.Gen. Virol. — 2001. — V. 82. — P. 1589–1596.

7.Hofmann-Lehmann R., Cattori V., Tandon R. et al.

How molecular methods change our views of FeLV infection and vaccination // Vet. Immunol. Immunopathol. — 2008. — V. 123. — P. 119–123.

8.Greene C.E. Infectious diseases of the dog and cat. —

V.4. — 1355 p.

9.Jarrett W.F.H., Crawford E.M., Martin W.B. et al. A vi- rus-like particle associated with leukemia (lymphosarcoma) // Nature. — 1964. — V 202. — P. 567–568.

10.Levy J.K. FeLV and non-neoplastic FeLV-related disease // In: Textbook of veterinary internal medicine / Eds. S.J. Ettinger, E.C. Feldman. — Saunders, 2000. — P. 424–432.

11.Lutz H., Addie D., Belák S. et al. Feline leukaemia. ABCD guidelines on prevention and management //

J.Feline Med. Surg. — 2009. — V. 11. — P. 565–574.

12.Rojko J.L., Hoover E.A., Mathes L.E. et al. Pathogenesis of experimental feline leukemia virus infection //

J.Natl. Cancer Inst. — 1979. — V. 63. — P. 759–768.

13.Russell P.H., Jarrett O. The specificity of neutralizing antibodies to feline leukaemia viruses // Int. J. Cancer. — 1978. — V. 21. — P. 768–778.

14.Sarma P.S., Log T., Skuntz S. et al. Experimental horizontal transmission of feline leukemia viruses of subgroups A, B and C // J. Natl. Cancer Inst. — 1978. —

V.60. — P. 871–874.

15.Sparkes A.H. Feline leukaemia virus and vaccination // J. Feline Med. Surg. — 2003. — V. 5. — P. 97– 100.

2.4.1.6.5.Калицивирусная инфекция

кошек (см. пар. 1.2.2.5.7)

(Мухин А.Н., Непоклонова И.В., Раев С.А., Алипер Т.И.)

Калицивирусная инфекция кошек (калицивироз кошек) — остропротекающее высококонтагиозное вирусное заболевание кошек с преимущественным поражением дыхательных путей и ротовой полости.

Этиология. Калицивирусная инфекция кошек вызывается калицивирусом кошек (FCV — feline calicivirus), входящим в род Vesivirus сем. Caliciviridae. FCV генетически и антигенно отличается от калицивируса собак [13]. Кроме того, от собак с диареей выделяли калициви-

рус, схожий с FCV, однако роль калицивируса кошек в инфекционной патологии у собак неизвестна [4, 7, 12].

От кошек выделена масса штаммов калицивируса, незначительно отличающихся антигенными свойствами и представляющих один серотип. Генетически все штаммы FCV собраны в одну геногруппу, состоящую из кластеров вирусов с небольшими отличиями в геноме [5, 6, 14, 20], исключая два, возможно, новых генотипа калицивируса кошек, выявленных

вЯпонии [24]. Однако между отдельными изолятами может наблюдаться значительная вариабельность в гене капсидного белка вириона, отвечающего за иммуногенность [2, 5, 6, 9, 11, 23]. Генетические отличия ведут к эпидемическим различиям между штаммами, особенно в патогенности и тропизме [19, 21, 22, 26]. Установлено, что штаммы, вызывающие у кошек хронический стоматит, имеют отличия в гене капсидного белка вириона [3, 18]. Большинство штаммов калицивируса кошек обладают иммуногенностью и дают перекрёстную защиту, однако у кошек, инфицированных разными штаммами, могут быть различия

вклинических проявлениях и тяжести течения болезни.

Вирус относительно устойчив во внешней среде, может сохраняться несколько дней на

контаминированных предметах при комнатной температуре и несколько недель при 4 С, восприимчив ко многим дезинфицирующим средствам.

Эпизоотология. В естественных условиях FCV поражает домашних кошек и всех представителей семейства кошачьих (Felidae). К вирусу чувствительны животные всех пород и возрастов, но наибольшую опасность вирус представляет для котят. Среди котят смертность от калицивирусной инфекции может достигать 30%. Вирусоносительство повсеместно распространено в кошачьей популяции. Около 10% домашних кошек и 25–75% кошек, выходящих из дома, и бродячих животных позитивны по FCV [1, 8, 16, 20]. Вирус персистирует в миндалинах или тканях глотки. Точный механизм персистенции неизвестен, предполагается, что он включает в себя антигенные изменения кап-

2.4. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЖИВОТНЫХ

983

 

 

сидного белка вируса под давлением иммунной системы животного [2, 11, 23].

В замкнутых кошачьих популяциях (питомники, приюты и т.п.) обычно циркулирует один-два штамма FCV. Наблюдения за такими популяциями показывают, что только около 10% животных имеют персистентную инфекцию и способствуют циклическому реинфицированию остальных кошек группы.

Больные кошки и кошки-вирусоносители могут выделять возбудителя с истечениями из ротовой и носовой полостей, со слёзными секретами, с фекалиями и мочой в течение нескольких месяцев. Заражение происходит алиментарным путём, при непосредственном контакте, аэрогенным путём, через одежду и предметы ухода.

Патогенез. В естественных условиях кошки заражаются оральным, назальным путём или через конъюнктиву. Размножается вирус

втканях верхних дыхательных путей, ротовой полости в зависимости от тропизма штамма калицивируса. Некоторые штаммы размножаются в лёгких, другие — в клетках синовиальной оболочки суставов. Вирус может быть обнаружен в висцеральных тканях и фекалиях, иногда

вмоче. Язвы нёба и языка — характерная особенность калицивирусной инфекции [20]. Они начинаются как пузырьки, которые впоследствии разрываются, а на их месте развивается некроз нижележащей эпителиальной ткани. В течение 2 нед. слизистая оболочка в местах эрозий регенерирует.

Патологические изменения в лёгких выражены в виде альвеолита, который ведёт к появлению зон острого экссудативного воспаления, а затем к развитию пролиферативного интерстициального воспаления лёгких. Поражения лёгких возникают только при инфицировании крайне патогенными штаммами FCV и при экспериментальном аэрозольном заражении.

Активное размножение калицивируса происходит в миндалинах, которые под его действием подвергаются дистрофии и некрозу.

Возможно возникновение системной калицивирусной инфекции с поражением кожи, лёгких, печени, селезёнки, поджелудочной железы и др.

Калицивирусная инфекция может осложняться другой вирусной, бактериальной или микоплазменной инфекцией.

Клинические признаки. Штаммы FCV обладают разным тропизмом и вирулентностью, однако большинство штаммов вызывают симптомы средней степени тяжести, включая гипотермию, изъязвление носовой и ротовой полости и конъюнктивит. Некоторые штаммы не патогенны и не вызывают клинические признаки болезни, другие ассоциируются с тяжёлой формой болезни и разнообразными клиническими признаками.

В США и Европе от кошек выделяли штаммы FCV, вызывающие тяжёлую системную инфекцию, характеризующуюся высокой смертностью [10, 15, 25]. У кошек отмечали высокую температуру и хромоту, вызванную поражением суставов. Хромота сопровождалась респираторными признаками или появлялась без поражения респираторного тракта. Как правило, выздоровление наступало через 24–48 ч после начала заболевания, однако хромота при этом могла оставаться на длительный период времени.

Некоторые штаммы вызывают у кошек хронический гингивит и стоматит [27].

Патологоанатомические изменения. При вскрытии павших кошек отмечают поражения на слизистой оболочке ротовой полости и языка, нередко в грудной полости регистрируют интерстициальную пневмонию. Наиболее часто бывают поражены краниовентральные участки передних и средних долей лёгких. Воспалённая лёгочная ткань уплотнена, окрашена в яркокрасный цвет.

Гистологические исследования показывают некроз клеток слизистой оболочки, а при глубоком поражении респираторного тракта — некроз альвеолярной перегородки с инфильтрацией лейкоцитами.

Диагностика. В связи с тем что клинические признаки калицивирусной инфекции кошек схожи с признаками других вирусных и бактериальных заболеваний, например герпесвирусной инфекции, бордетеллиоза и хламидиоза, для постановки диагноза нужны лабораторные исследования.

984

Часть II. ВИРУСНЫЕ ИНФЕКЦИИ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ

 

 

Лабораторная диагностики калицивироза основана на выявлении FCV методом ИФА или его генетического материала методом ПЦР

вмазках, взятых из носовой и ротовой полостей, глотки, из глаз [19, 21].

Калицивирус кошек хорошо размножается

вкультурах клеток, поэтому метод изоляции вируса в культуре клеток с последующей его идентификацией также может применяться.

Профилактика. Многолетняя практика вакцинации позволяет успешно контролировать калицивирусную инфекцию кошек.

Для специфической профилактики калицивироза применяют инактивированные и живые аттенуированные вакцины из штаммов FCV, как правило, входящие в состав поливалентных препаратов против инфекционных болезней кошек.

Вакцинация не даёт полной защиты от инфицирования калицивирусом. У вакцинированных кошек наблюдаются ограниченная репликация и выделение вируса во внешнюю среду после заражения вирулентными штаммами FCV.

Лучшую защиту дают живые аттенуированные вакцины, предназначенные для интраназального применения, но они редко применяются в ветеринарной практике [19].

Учитывая их серологическое родство, для изготовления вакцин используют различные штаммы калицивируса кошек. Однако в настоящее время в состав вакцин стали включать два или три различных штамма FCV, что, по мнению некоторых исследователей, позволяет обеспечить более полную защиту от всего разнообразия циркулирующих в природе штаммов калицивируса [17].

Котят вакцинируют с двухмесячного возраста двукратно с интервалом 3–4 нед., с ежегодной ревакцинацией.

Литература

1.Coyne K.P., Dawson S., Radford A.D. et al. Long-term analysis of feline calicivirus prevalence and viral shedding patterns in naturally infected colonies of domestic cats // Vet. Microbiol. — 2006. — V. 118. — P. 12–25.

2.Coyne K.P., Gaskell R.M., Dawson S. et al. Evolutionary mechanisms of persistence and diversification of

a calicivirus within endemically infected natural host populations // J. Virol. — 2007. — V. 81. — P. 1961– 1971.

3.Dawson S., McArdle F., Bennett M. et al. Typing of feline calicivirus isolates from different clinical groups by virus neutralisation tests // Vet. Rec. — 1993. —

V.133. — P. 13–17.

4.Di Martino B., Di Rocco C., Ceci C. et al. Characterization of a strain of feline calicivirus isolated from a dog faecal sample // Vet. Microbiol. — 2009. — V. 139. —

P.52–57.

5.Geissler K., Schneider K., Platzer G. et al. Genetic and antigenic heterogeneity among feline calicivirus isolates from distinct disease manifestations // Virus Res. — 1997. — V. 48. — P. 193–206.

6.Glenn M., Radford A.D., Turner P.C. et al. Nucleotide sequence of UK and Australian isolates of feline calicivirus (FCV) and phylogenetic analysis of FCVs // Vet. Microbiol. — 1999. — V. 67. — P. 175–193.

7.Hashimoto M., Roerink F., Tohya Y. et al. Genetic analysis of the RNA polymerase gene of caliciviruses from dogs and cats // J. Vet. Med. Sci. — 1999. — V. 61. —

P.603–608.

8.Helps C.R., Lait P., Damhuis A. et al. Factors associated with upper respiratory tract disease caused by feline herpesvirus, feline calicivirus, Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica in cats: experience from 218 European catteries // Vet. Rec. — 2005. —

V.156. — P. 669–673.

9.Horimoto T., Takeda Y., Iwatsuki-Horimoto K. et al.

Capsid protein gene variation among feline calicivirus isolates // Virus Genes. — 2001. — V. 23. — P. 171– 174.

10.Hurley K.F., Pesavento P. A., Pedersen N.C. et al. An outbreak of virulent systemic feline calicivirus disease // J. Amer. Vet. Med. Assoc. — 2004. — V. 224. —

P.241–249.

11.Kreutz L.C., Johnson R.P., Seal B.S. Phenotypic and genotypic variation of feline calicivirus during persistent infection of cats // Vet. Microbiol. — 1998. —

V.59. — P. 229–236.

12.Martella V., Pratelli A., Gentile M. et al. Analysis of the capsid protein gene of a feline-like calicivirus isolated from a dog // Vet. Microbiol. — 2002. — V. 85. —

P.315–322.

13.Matsuura Y., Tohya Y., Nakamura K. et al. Complete nucleotide sequence, genome organization and phylogenic analysis of the canine calicivirus // Virus Genes. — 2002. — V. 25. — P. 67–73.

14.Ossiboff R.J., Sheh A., Shotton J. et al. Feline caliciviruses (FCVs) isolated from cats with virulent systemic disease possess in vitro phenotypes distinct from those of other FCV isolates // J. Gen. Virol. — 2007. — V. 88. — P. 506–517.

15.Pedersen N.C., Elliott J.B., Glasgow A. et al. An isolated epizootic of hemorrhagic-like fever in cats caused by a

Тут вы можете оставить комментарий к выбранному абзацу или сообщить об ошибке.

Оставленные комментарии видны всем.

Соседние файлы в папке Литература